INTRODUZIONE

CAPITOLO 1 "LA CELLULA"

CAPITOLO 2 "IMMUNOCHIMICA"

CAPITOLO 3 "PURIFICAZIONE DI PROTEINE"

CAPITOLO 4 "CENTRIFUGAZIONE"

CAPITOLO 5 "CROMATOGRAFIA"

CAPITOLO 6 "STUDIO DELLA STRUTTURA PRIMARIA DELLA PROTEINE"

CAPITOLO 7 "TECNICHE ELETTROFORETICHE"

CAPITOLO 8 "TECNICHE SPETTROSCOPICHE"

LA SPETTROSCOPIA DI RISONANZA MAGNETICA NUCLEARE NELLO STUDIO STRUTTURALE E FUNZIONALE DI PROTEINE
Prof. Gennaro Esposito Università di Udine gesposito@makek.dstb.uniud.it

CAPITOLO 9 "RADIOISOTOPI"

CAPITOLO 10 "INGEGNERIA GENETICA"

INTRODUZIONE
 
 

Negli ultimi 20 anni vi è stato uno spettacolare progresso nella comprensione dei processi biologici a livello molecolare. Questo è stato possibile grazie ad un approccio multidisciplinare (chimico, biochimico e genetico) associato ad un enorme sviluppo tecnologico.

Capitolo 1

LA CELLULA

La distinzione tra procarioti ed eucarioti è basata sulla presenza o meno di un nucleo all'interno della cellula. I procarioti sono organismi composti da una singola cellula, priva di nucleo e di altri organuli. Sono costituiti da una parete cellulare che funge da barriera porosa non selettiva e da una membrana cellulare che costituisce una barriera permeabile altamente selettiva per l'ingresso nella cellula della maggior parte delle sostanze. Il materiale genetico è localizzato in una distinta area nucleare, è costituito da una singola molecola circolare di DNA formato da circa 4x10⁶ paia di basi con un diametro di circa 2 nm e una lunghezza di oltre 1 mm.

Da un punto di vista evoluzionistico le cellule eucariotiche sono straordinariamente più avanzate e hanno sviluppato al loro interno una elevata compartimentazione. Sono circondate da una membrana plasmatica come le cellule procariotiche, presentano tuttavia una serie di membrane interne, differenziate in strutture specializzate come il reticolo endoplasmatico e l'apparato del Golgi. Le membrane circondano anche alcuni organuli, quali i mitocondri e varie vescicole, che comprendono vacuoli, lisosomi e perossisomi. Ciascuna di queste formazioni rappresenta la sede di specifiche funzioni metaboliche. La struttura subcellulare più evidente delle cellule eucariotiche è il nucleo che è delimitato da una membrana e contiene il materiale genetico organizzato in un numero variabile di cromosomi.

Insieme al sistema delle membrane interne, una rete di fibre proteiche definita citoscheletro, contribuisce alla struttura e all'organizzazione della cellula eucariotica.

Tra gli eucarioti sono compresi numerosi organismi multicellulari e molte specie unicellulari, come ad esempio il lievito.

I principali metodi di indagine della cellula nella sua interezza possono essere suddivisi in metodi analitici (Microscopia - Citometria) e preparativi (Centrifugazione- Cromatografia - Agglutinazione - Cell Sorter).

Citometria

Il citometro a scansione e il citometro a flusso permettono la caratterizzazione ottica della cellula.

Il citometro a scansione è un analizzatore statico di immagini acquisite da vetrini di cellule con la tecnica del contrasto di fase, della fluorescenza, dello scattering o dell'impedenza.

Il citometro a flusso è uno strumento che permette l'esame delle cellule in sospensione che vengono analizzate mentre fluiscono (fino a 4000-6000 per secondo) di fronte a una sorgente di luce propriamente collimata (preferibilmente una luce laser). Qualsiasi colorazione sviluppata nella citometria a scansione rende possibile una misura anche nel sistema a flusso. I sistemi a flusso più diffusi sono quelli a fluorescenza, per la loro sensibilità, rapidità di analisi multiparametrica estesa alla misura dello scattering (misurato da un rivelatore dell'angolo di deviazione dell'onda elettromagnetica).

Il citofluorimetro trova applicazione in diversi settori della medicina e della biologia cellulare (diagnosi di linfomi, leucemie, differenziazione di popolazioni di linfociti B e T, studi sulla replicazione del DNA e sulla proliferazione neoplastica, identificazione di condizioni di sofferenza cellulare che precedono la morte della cellula tramite apoptosi.

Citometria e studio del ciclo cellulare. Il citofuorimetro serve non solo per la separazione di cellule da altre, ma anche per studiare il ciclo cellulare. Cellule eucariotiche diverse possono crescere e dividersi con diversa velocità. Il lievito ad esempio può dividersi ogni 120 minuti, mentre la maggior parte delle cellule vegetali e animali impiegano dalle 10 alle 20 ore per duplicarsi. Molte cellule negli organismi adulti non si dividono (neuroni e cellule muscolari striate) mentre altre cellule quali i fibroblasti che intervengono nei meccanismi di riparazione delle lesioni tissutali si duplicano quando necessario, mentre per il resto del tempo sono quiescenti. Il ciclo cellulare consta di due periodi:- la divisione cellulare e la separazione delle cellule ( Figura 1.4 ) l' interfase è il periodo che intercorre tra due mitosi successive. L'interfase viene divisa in tre fasi: la fase G1, dove non vi è duplicazione di DNA, ma i danni a questo possono essere riparati; la fase S, in cui vi è la duplicazione del DNA e la fase G2, che precede la divisione cellulare, in cui la cellula contiene due coppie di DNA e continua la produzione di macromolecole come RNA, proteine e i vari costituenti delle membrane. Si può considerare una quarta fase, detta G0 o di latenza , in cui la cellula esce dal ciclo cellulare e interrompe la sua crescita.

Quando il citofluorimetro viene utilizzato per lo studio del ciclo cellulare le sonde utilizzate generalmente non sono anticorpi, ma dei coloranti che si legano al nucleo (ad esempio ioduro di propidio per il DNA). Attraverso l'analisi citofluorimetrica possiamo evidenziare quanto colorante si è legato al DNA e di conseguenza stabilire in che fase del ciclo si trova la cellula. In base a questi studi possiamo evidenziare la presenza di una patologia che evidenzia un corredo non più euploide ma aneuploide.

Cell Sorter: Le cellule con predeterminati valori di fluorescenza e scattering possono essere purificate dal resto della popolazione cellulare utilizzando uno strumento chiamato cell sorter, che sfrutta ampiamente la tecnologia del citometro a flusso ( Figura 1.5 - Schema dei componenti principali di un cell sorter ).

Il flusso laminare della sospensione cellulare dissolta in piccole gocce, dopo il suo transito di fronte alla luce laser che abbia rilevato i parametri propri della cellula di interesse, viene perturbato da una modificazione del campo elettrico. Il campo elettrico viene creato da una coppia di elettrodi, disposti parallelemente al flusso laminare e che possono creare una differenza di potenziale molto alta (maggiore di 2000 V). Questa carica fa si che tali cellule vengano deviate lateralmente e recuperate in appositi contenitori sterili termostatati. Due diverse popolazioni cellulari possono essere separate elettronicamente ad una frequenza massima di circa 4000 cellule al secondo in due appositi raccoglitori contenenti quanto necessario (antibiotici, antimicotici, e siero nutritivo) per la continua crescita ottimale delle cellule selezionate.

Colture di cellule e di tessuti animali

Cellule animali possono essere isolate dal loro ambiente naturale e possono essere messe in condizioni di vivere all'interno di un sistema definito "coltura cellulare in vitro". Il sistema delle colture cellulari rappresenta uno strumento fondamentale per studi biochimici, fisiologici e farmacologici ed è molto utile nella produzione di fattori di crescita, di anticorpi monoclonali, di vaccini e altre applicazioni. Le cellule in vivo esistono in una matrice tissutale organizzata che consente la loro crescita controllata e la loro differenziazione (esempio delle cellule emopoietiche e possibilità di differenziarle sotto lo stimolo di particolari fattori di crescita). Aliquote di queste cellule possono venire isolate, mantenute e cresciute in vitro in mezzi di coltura che contengano elementi nutritivi e fattori di crescita.

Il problema principale dell'isolamento delle cellule è quello di liberare le stesse dalla matrice di sostegno senza danneggiare la membrana cellulare.

Si procede generalmente con l'iniziale frammentazione meccanica del tessuto, seguita dall'intervento di enzimi che idrolizzano proteine (es. collagene con collagenasi) e altre macromolecole costituenti la matrice tissutale (es. acido ialuronico con ialuronidasi). Queste procedure tuttavia possono danneggiare le cellule con varie modalità: shock termico, shock osmotico, modificazioni della tensione superficiale, effetto di detergenti, idrolisi enzimatica di macromolecole della membrana plasmatica.

I terreni di coltura sono chimicamente definiti e devono consentire:

• riproducibilità
• facile sterilizzazione
• ridotta contaminazione

L'areazione del terreno deve essere di 0.5 mmol O₂ / 1x10⁶ di cellule per ora. Se il volume è minore di 1 dm³ l'areazione avviene per diffusione; se il volume è maggiore di 5 dm³, si insuffla ossigeno all'interno della coltura liquida come nei fermentatori.

Antibiotici possono ridurre infezioni indesiderate, soprattutto batteriche (sono usate comunemente la penicillina e la streptomicina) ma anche fungine (generalmente è utilizzata l'anfotericina).

Le sostanze nutritive per lo sviluppo delle cellule in vitro vengono apportate utilizzando tamponi che contengono sali, amminoacidi, zuccheri, proteine e fattori di crescita specifici. Un presidio importante è costituito dal siero fetale, una miscela di composti tra cui proteine fondamentali per la crescita cellulare.

Costituenti proteici del siero. Nel siero sono presenti circa 50/70 mg/ml di proteine. Il 60/70% di questa quota è rappresentato dall'albumina. Altre proteine presenti sono la transtiretina, la proteina legante il retinolo, lipoproteine , l'alfa 1 antitripsina, la transferrina , il complemento e alcune immunoglobuline (vedi elettroforesi zonale ) . Un ruolo fondamentale nella vita delle cellule è rappresentato dai cosiddetti fattori di crescita, alcuni dei quali vengono riportati nella tabella 1.

Un fattore banale ma importante è quello della provenienza del siero fetale; i sieri non sono tutti identici, bensì sieri provenienti da zone ecologicamente più o meno integre permettono una crescita migliore della coltura cellulare. E' comune esperienza dei ricercatori che questo fatto possa condizionare le proprietà biologiche del siero fetale in coltura. E' pertanto molto importante testare lotti omogenei di siero fetale per assicurare una buona riproducibilità della crescita delle cellule in coltura.

Scattering: comprende i fenomeni di diffusione, riflessione, rifrazione e diffrazione della luce. Una cellula colpita da un fascio luminoso emette segnali relativi alle sue carartteristiche fisiche e morfologiche. Se si osserva una cellula in controluce si misura un segnale legato soprattutto alla diffusione ("scatter") che è funzione del diametro cellulare ("Forward scatter" o diffusione a piccolo angolo). Se ci si pone ortagonalmente al fascio, si misura invece un segnale legato quasi esclusivamente alla riflessione ed alla rifrazione, che sono funzioni della granularità interna, del rapporto nucleo-citoplasma, della rugosità di superficie oltre che del diametro ("side scatter" o scatter a 10° o ad ampio angolo). La combinazione dei due tipi di segnali dà origine ad un particolare diagramma di dispersione denominato citogramma nel quale è possibile risolvere le popolazioni cellulari in base solo alle sole caratteristiche fisiche (Figura 1.2 - Separazione della popolazione di cellule del sangue umano-soggetto sano) .

Assorbimento: non è strettamente quantitativo infatti, essendo il fascio di luce incidente sulla cellula più grande di questa, la misura non è in accordo con la legge di Lambert-Beer. Si ricava comunque un valore di assorbimento approssimato, misurando la diminuzione di intensità del raggio dopo che questo ha attraversato la cellula.

Fluorescenza: è il parametro più importante e largamente utilizzato per gran parte delle applicazioni. Molte molecole antigeniche o recettoriali sulla membrana o, a seguito di trattamenti citochimici, nel citoplasma o nel nucleo, possono venire identificate con ligandi fluorescenti, antisieri, o anticorpi specifici monoclonali marcati generalmente con fluorocromi quali l'isotiocianato di fluorescina (FITC) o la ficoeritrina (PE). Ogni fluorocromo presenta una caratteristica banda di lunghezza d'onda per l'eccitazione e per l'emissione, quindi, se si usano più fluorocromi contemporaneamente, le loro emissioni devono essere sufficientemente distanti in modo da poter essere facilmente selezionate con filtri ottici ( Figura 1.3 - Identificazione mediante un anticorpo fluorescinato di una popolazione T linfocitaria ).

Tabella 1.1 Alcuni importanti fattori di crescita.
 

Colture primarie sono quelle colture ottenute da cellule provenienti direttamente dal tessuto, da embrioni, da cellule adulte in sospensione o da tumori. Le colture primarie capaci di divisione cellulare constano di una miscela relativamente eterogenea di cellule in differenti stati fisiologici. Vi sono cellule che possono crescere in sospensione o adese ad un matrice artificiale tipo la plastica ma anche al collagene.

Le cellule entrano nella fase di senescenza e di morte nel caso in cui nutrienti essenziali per la crescita cellulare diventano limitanti, o se prodotti tossici si accumulano nel terreno di coltura. Alcune colture primarie possono riprendere a crescere quando le cellule sono poste in un mezzo fresco e possono essere subcoltivate diverse volte prima di cominciare a morire.

Colture secondarie sono subcoltivazioni di colture primarie che si rendono necessarie quando le cellule giungono a confluenza ovvero coprono completamente la matrice a cui sono adese. Le colture secondarie consentono di selezionare tipi diversi di cellule.

Senescenza e morte cellulare sono eventi naturali che avvengono a carico di quasi tutte le cellule sia nelle colture primarie che/o secondarie. Esiste una sorta di orologio biologico che determina la vita media della cellula. Un tipico meccanismo di morte cellulare programmata è quello indicato come apoptosi, caratterizzato da peculiari fenomeni cellulari, quali la frammentazione del DNA nucleare o l'inversione del rapporto PC (fosfatidil colina)/PS (fosfatidil serina) sulla superficie extracellulare della membrana cellulare, infatti in cellule normali PS è esposta prevalentemente sul lato citosolico della membrana plasmatica, in caso di morte cellulare la PS diffonde attraverso il doppio strato lipidico mediante un meccanismo a flip-flop trasferendosi sul lato extracellulare.

Nel corso di colture cellulari si possono realizzare spontaneamente o sotto stimolo chimico o biologico degli eventi che sono genericamente indicati come eventi trasformanti che portano alla cosidetta immortalizzazione dello stipite cellulare e alla creazione di una linea cellulare.

Mutazioni genetiche o inserimento di DNA estraneo (es. DNA retrovirale o virale come quello di Ebstein Barr) consentono di ottenere una modificazione della curva di crescita che invece di giungere ad un plateau segue una crescita lineare.

Le cellule trasformate mostrano alterazioni genetiche rispetto alle cellule normali, presentano mutazioni puntiformi e/o delezioni e/o inserzioni e talora possono essere identificate per la presenza di un corredo aneuploide. La crescita indefinita non è necessariamente più rapida, è meno sensibile all'inibizione da contatto e in generale mostra caratteristiche simili a quelle delle cellule neoplastiche.

Una serie di geni, definiti proto-oncogeni, svolge un ruolo rilevante nella trasformazione. Questi geni codificano per proteine regolatrici o fattori di crescita, proteine in vario modo coinvolte nella proliferazione cellulare. Modificazioni della sequenza del DNA dei proto-oncogeni può indurre la transizione da proto-oncogene ad oncogene. Gli oncogeni sono responsabili della comparsa di patologia tumori nei mammiferi; nell'uomo si conosce la sequenza e la diversa localizzazione cromosomica di una ventina di oncogeni.

Si possono schematicamente ricordare 5 tipi di oncogeni:

Cellula normale. La definizione di una cellula animale come normale si basa su determinate caratteristiche:

Utilizzo delle linee cellulari. Le linee cellulari rappresentano un modello biologico e uno strumento biotecnologico molto importante per studiare popolazioni cellulari omogenee e recuperare prodotti della sintesi di queste cellule; rappresentano inoltre un modello per testare farmaci e sono di grande utilità nella genetica medica.

Tabella 1.2 Proteine sintetizzate da due differenti linee di epatociti

L'analisi del prodotto proteico delle linea cellulare permette una prima valutazione delle modificazioni subite dalla cellula durante l'evento trasformante.

Interferoni. Gli interferoni ( alfa-beta) sono un gruppo di glicoproteine chimicamente simili capaci di interferire con la propagazione di un virus; vengono perciò usati nella terapia antivirale. Il legame a specifici recettori inibisce la crescita cellulare e induce la sintesi di un gruppo di proteine che rende le cellule resistenti al virus.
L'interferone g è in grado di controllare la proliferazione cellulare interagendo con un recettore di membrana che appartiene alla "cytokine receptor superfamily". L'interazione induce una dimerizzazione seguita dalla interazione con subunità JAK1e JAK2. Segue la fosforilazione di queste proteine che catalizzano la fosforilazione delle proteine Stat 1a. La fosforilazione delle subunità porta alla dimerizzazione delle proteine STAT. I dimeri delle proteine STAT si dirigono a livello nucleare e interagiscono con sequenze specifiche di DNA. ( Figura 1.6)

Diversi metodi sono oggi disponibili per produrre grandi quantità di interferone. L'a interferone può essere prodotto dall'attivazione virale delle cellule di Namalwa (derivate da un linfoma umano). Le cellule possono crescere indefinitamente nelle colture con una sostanziale secrezione di interferone nel mezzo. I fibroblasti umani normali a corredo diploide possono indurre la produzione di beta-interferone attraverso l'integrazione di colture con polinucleotidi sintetici associati a particolari antibiotici (cicloeximide e actinomicina D). L'effetto degli antibiotici è quello di allungare l'emivita del messaggero dell'interferone.

Il polinucleotide simula l'effetto di un virus e induce la formazione di interferone.

Vaccini virali. I vaccini virali prodotti da colture di cellule animali hanno un'enorme importanza nel mondo in quanto hanno permesso di debellare il vaiolo e quasi completamente la poliomilite. Il processo produttivo di un vaccino implica l'inoculazione del virus in una coltura cellulare confluente nella quale si propaga fino all'ottenimento del massimo numero di particelle virali ( Figura 1.7 - Curva di sintesi proteica di una cellula infettata da un virus ) . Queste sono disperse nel mezzo e vengono estratte; i virus raccolti possono essere trattati con un'agente inattivante (formaldeide) per rendere il virus inattivo e successivamente utilizzarlo come vaccino.

Conservazione delle cellule: la crioconservazione . Subcoltivazioni ripetute di linee cellulari possono portare ad aberrazioni genetiche e quindi alla perdita di capacità biosintetiche o comunque di potenzialità morfogenetiche. Per ovviare a questi inconvenienti sono possibili diverse strategie, inclusa l'istituzione di colture di riserva che vengono sottoposte ad un rallentamento della crescita cellulare mediante congelamento o crioconservazione. Il congelamento in azoto liquido è il metodo preferito per la maggior parte delle cellule eucariotiche, in queste condizioni a -196°C le sole reazioni che avvengono sono le ionizzazioni dovute alla radiazione di fondo, le quali sono peraltro molto rare. Le reazioni enzimatiche cessano a -136°C circa.

Affinchè il congelamento abbia esito positivo occorre che la vitalità cellulare sia mantenuta per il periodo durante il quale il campione è conservato in azoto liquido. La velocità con cui il campione viene congelato è molto importante perchè congelamenti troppo veloci portano alla formazione, all'interno delle cellule, di cristalli di ghiaccio, che sono responsabili della lisi cellulare al momento dello scongelamento. Una lenta diminuzione della temperatura favorisce la formazione di ghiaccio extracellulare a temperatura di poco inferiore allo zero, ma è necessario che la concentrazione dell'acqua intracellulare sia minore di quella extracellulare. La fuoriuscita dell'acqua dalla cellula si controlla meglio utilizzando degli agenti crioprotettivi; quando il ghiaccio si forma nel mezzo extracellulare, l'acqua viene sottratta alle cellule in quanto all'esterno vi è una tensione di vapore minore che nel citoplasma. Come agenti crioprotettivi si possono utilizzare il glicerolo e il dimetil sulfossido che sono penetranti oppure il PEG (glicole polietilenico) e il PVP (polivinilpirrolidone) che invece non penetrano nella cellula. Il citoplasma congela al punto eutectico senza formazione di cristalli di ghiaccio. Anche la reidratazione non deve essere troppo rapida, sempre per evitare danni cellulari.

Le reazioni enzimatiche vengono completamente interrotte a -130°C.
• Bisogna ottenere questo risultato senza danneggiare la cellula: evitare la formazione di cristalli di ghiaccio.
• Una lenta discesa della temperatura favorisce la formazione di ghiaccio extracellulare a temperature di pochissimo inferiore allo 0.
• Quando il ghiaccio si è formato a livello extracellulare si realizza una tensione di vapore inferiore all'esterno della cellula che richiama acqua e che tende a disidratare la cellula.
• Agenti crioprotettivi tendono a favorire questo fenomeno. Penetranti: glicerolo e DMSO. Non penetranti: glicole polietilenico.
• Il citoplasma congela al punto eutectico senza formazione di cristalli di ghiaccio.

Il sistema immunitario è un'insieme di elementi cellulari, diversi per natura e per funzione, non localizzati in un singolo distretto, ma sparsi in tutto il corpo, il cui ruolo è quello di intervenire nel riconoscimento e nella eliminazione di strutture estranee all'organismo (non-self).

Le cellule fondamentali di questo sistema, i linfociti, ricircolano costantemente nell'organismo: dal sangue alla linfa, agli organi linfatici e da questi di nuovo nel sangue, assicurando un costante controllo di tutto il corpo.

Esistono due classi di linfociti:

Anche se i linfociti T e B hanno funzione diversa, entrambi esprimono recettori per l'antigene che sono molto simili in struttura e genetica molecolare. La differenza fondamentale tra il recettore cellulare T e le immunoglobuline consiste nella capacità di queste ultime di legare antigeni nativi (autoanticorpi) che vengono poi internalizzati, processati e presentati alle cellule T, i recettori T, invece, possono legare peptidi provenenti dalla processazione dell'antigene che vengono presentati loro dal complesso di istocompatibilità di tipo I (MHCI).

Nella vita embrionale i linfociti non si trovano nel tessuto linfatico, ma bensì nel midollo osseo e nel timo (organi linfopoietici) dove si trovano le cellule staminali (stem-cell) da cui originano: queste cellule sono pluripotenti, cioè precursori non ancora orientati verso la differenziazione in linfociti T e B. La specifica competenza immunitaria dei due tipi di linfociti si manifesta solo dopo aver lasciato il midollo osseo e raggiunto un organo linfatico, nel quale viene definita in modo irreversibile la loro evoluzione nell'una o nell'altra classe linfocitaria. Negli organi linfopoietici la proliferazione cellulare è antigene-indipendente, mentre nei tessuti linfocitari periferici la proliferazione è antigene-dipendente. I linfociti B diventano quindi immunocompetenti e in grado di produrre anticorpi specifici solo dopo essere stati opportunamente stimolati da determinati antigeni. Le informazioni genetiche per certe specificità anticorpali sono ereditate come geni germ-line.

Le cellule staminali danno origine a eritrociti, granulociti, monociti, megacariociti e linee cellulari linfocitarie. Quando un antigene entra nell'organismo ospite raggiunge i tessuti linfoidi e lì entra in contatto con i linfociti B. I linfociti B che portano sulla loro superficie il recettore specifico per l'epitopo dell'antigene vengono attivati e iniziano a proliferare per generare rapidamente una numerosa progenie di linfociti identici, capaci di evolvere in plasmacellule produttrici dell'anticorpo specifico per l'antigene che ha attivato il clone. Le plasmacellule sono morfologicamente simili ai linfociti, si differenziano, tuttavia, per il fatto di essere più ricche di citoplasma, all'interno del quale vi è un reticolo endoplasmatico molto sviluppato, espressione di una elevata sintesi proteica inerente la produzione di anticorpi. Non tutte le cellule dei linfociti B evolvono in plasmacellule, alcune di esse rimangono in uno stato di latenza dopo essere state sensibilizzate e possono indurre una risposta immunitaria molto rapida nel caso di un successivo contatto con lo stesso antigene. Queste cellule sono depositarie della cosidetta memoria immunitaria.

L'epitopo rappresenta quella porzione di antigene riconosciuta dall'anticorpo; un antigene può avere sulla sua superficie uno o più epitopi identici tra di loro. Ci sono poi degli antigeni che non riescono, spesso per le loro piccole dimensioni, a provocare una risposta cellulare: questi antigeni incompleti sono detti apteni e sono in grado di provocare una risposta immunitaria solo in seguito ad un loro legame con proteine carrier.

Anticorpi. Gli anticorpi, prodotti dalle plasmacellule, appartengono al gruppo di proteine note come immunoglobuline (Ig), classificabili in cinque diverse classi: IgG, IgA, IgM, IgE, e IgD.

Gli anticorpi strutturalmente più semplici sono le IgG, costituite essenzialmente da quattro catene polipeptidiche: due catene leggere identiche tra di loro e due catene pesanti anch'esse identiche tra loro. Le catene leggere possono essere di due tipi: k o l ; sono costituite da una regione variabile composta da circa 110 residui nella porzione ammino terminale della molecola e da una regione costante (C_L) costituita da un centinaio di amminoacidi nella porzione carbossi terminale.

Le catene pesanti posseggono anch'esse una regione variabile di circa 110 amminoacidi (V_H) nella porzione ammino terminale e tre regioni costanti (C_H1, C_H2, C_H3) nella regione C-terminale formate complessivamente da circa 350-400 amminoacidi. Le regioni costanti delle catene leggere e pesanti presentano una struttura primaria omologa, mentre le regioni variabili sono caratterizzate da una elevata eterogeneità strutturale legata alla diversa funzone anticorpale svolta dalle IgG. Le regioni V_L e V_H presentano una successione di sequenze amminoacidiche a relativa bassa variabilità chiamate "framework" (FR) e sequenze amminoacidiche ad alta variabilità chiamate "complementary determining regions" (CDR): queste ultime, indicate anche come regioni ipervariabili, sono direttamente coinvolte nel legame con l'antigene.

Le catene leggere e quelle pesanti presentano, sia nelle regioni variabili che in quelle costanti, legami disolfuro intracatena, inoltre le due catene pesanti sono legate covalentemente tra loro da due ponti disolfuro preceduti da una regione cerniera, che permette una certa flessibilità delle due catene polipeptidiche e quindi una certa capacità di adattamento all'antigene. Le catene pesanti presentano, nella regione carbossi terminale, dei siti di glicosilazione in corrispondenza di residui di asparagina.

Le quattro catene polipeptidiche delle IgG sono caratterizzate, inoltre, dalla presenza anche di legami H, forze di van der Walls, etc...che giustificano la compattezza della molecola anche dopo la rottura dei ponti disolfuro (Figura 2.1 Rappresentazione schematica di una molecola di IgG).

Le immunoglobuline possono essere sottoposte in vitro a reazioni di proteolisi limitata utilizzando prevalentemente due enzimi: la papaina e la pepsina. La papaina scinde selettivamente l'immunoglobulina in due frammenti Fab identici e nel frammento Fc.

Ciascun Fab è costituito dall'intera catena leggera e dalle regioni V_H e C_H1 della catena pesante. Il frammento Fc è costituito dalla rimanente porzione della catena pesante comprendente la porzione carbossi terminale: i legami disolfuro intercatena mantengono unite le due catene pesanti.

La pepsina scinde le catene pesanti in punti localizzati al di sotto dei due ponti disolfuro intercatena: pertanto origina un unico frammento F(ab)₂ costituito da quattro catene, le due leggere complete e le due catene pesanti fino al punto di scissione.

La risoluzione della struttura cristallografica di alcuni complessi immunoglobulina-antigene ha permesso di chiarire alcuni aspetti delle interazioni anticorpo-antigene. Si è dimostrato, ad esempio, che la regione variabile di una catena leggera interagisce con quella di una catena pesante e l'insieme origina un dominio globulare o dominio variabile. La regione costante di una catena leggera e la corrispondente regione della catena pesante formano un dominio costante a struttura globulare, mentre le restanti regioni costanti delle catene pesanti danno origine ad altri due domini costanti. Così ogni frammento Fab ed Fc contiene due domini globulari ed una singola molecola di IgG contiene due domini variabili e quattro domini costanti con una flessibilità limitata tra i vari domini.

Le immunoglobuline M (IgM) sono la prima classe di anticorpi che compare nel siero dopo l'iniezione di un antigene; sono costituite da cinque subunità (cinque molecole di IgG) unite tra loro mediante ponti disolfuro tra le catene pesanti di subunità contigue e da una catena supplementare detta catena J legata con ponti disolfuro a due catene pesanti. Si ritiene che la polimerizzazione delle IgM inizi proprio dalla catena J.

Le IgA sono immunoglobuline particolarmente importanti in quanto presenti nelle secrezioni. Una molecola di IgA è dimera e i due monomeri sono contrapposti e legati con ponti disolfuro; tra le porzioni Fc contrapposte è presente una catena J ausiliaria e anche un polipeptide aggiuntivo, avvolto a spirale, detto pezzo secretorio. Le IgA sono presenti anche nel colostro, il primo latte secreto dalla mammella. Gli anticorpi del colostro devono attraversare la barriera gastrica del neonato e vengono quindi protetti con un guscio di natura proteica nel momento in cui passano dalle cellule apocrine al lume del condotto lattifero. Quando una IgA viene a contatto con il recettore posto alla base delle cellule apocrine, si lega ad esso e la cellula si introflette per accogliere il complesso così formato. Il recettore è costituito da un componente secretorio e da un segmento transmembranario. Immunoglobulina e recettore attraversano la cellula all'interno di una vescicola e quando raggiungono la faccia luminale l'IgA viene rilasciata legata al componente secretorio, mentre il segmento transmembranario rimane attaccato alla cellulla. Il componente secretorio è il guscio proteico che protegge l'anticorpo dalla barriera gastrica e da tutti gli ostacoli che esso può trovare prima di essere assorbito.
 

Riarrangiamento dei geni delle immunoglobuline

L'esperimento fondamentale, che ha convinto gli immunologi del fatto che il riarrangiamento dei geni delle immunoglobuline rappresenti un momento chiave della produzione degli anticorpi, venne condotto nel 1976 dal gruppo del Prof. Tonegawa (Hozumi N. and Tonegawa S. Proc. Natl .Acad. Sci. USA 73, 3628, 1976). In questo esperimento (rappresentato in Figura 2.2) viene preparato un mRNA della catena leggera k di topo, questo mRNA viene diviso in due frammenti, uno corrispondente alla regione variabile (Vk) ed una corrispondente alla regione costante (Ck). Queste due porzioni di mRNA vengono utilizzate come sonde su DNA estratto da linfociti di embrione di topo e da mieloma murino. Una semplice elettroforesi seguita da autoradiografia permette di dimostrare che i frammenti di DNA riconosciuti dai probe hanno diversa lunghezza se sono di origine embrionale o derivate da cellule mature . Si riporta pertanto una descrizione a grandi linee della successione di eventi che portano alla formazione di un gene di un anticorpo.

Figura 2.3- (a sinistra) Riarrangiamento genico di una catena pesante di Ig; (a destra) Riarrangiamento genico di una catena leggera k di Ig.

Il meccanismo di ricombinazione è reso possibile dalla presenza di sequenze di riconoscimento che guidano la ricongiunzione delle sequenze secondo un ordine corretto. L'enzimologia che sta alla base della ricombinazione è complessa; intervengono endonucleasi che tagliano il DNA, esonucleasi che rimuovono nucleotidi terminali, TDT che aggiunge nucleotidi, polimerasi che completano estremità non piatte e ligasi che ricuciono il punto di taglio. Questa serie di eventi avvengono nella fase antigene-indipendente che porta alla differenziazione di un linfocita B che presenta sulla sua membrana una immunoglobulina di superficie con una regione variabile che è il frutto della ricombinazione dei vari geni di cui si è parlato.

Mutazioni somatiche continuano ad interessare il gene delle immunoglobuline che si è riarrangiato e questo può aumentare o diminuire l'affinità dell'anticorpo per il suo antigene. La frequenza di mutazioni è 1000 volte superiore rispetto ad altri geni e se la mutazione fa aumentare l'affinità dell'anticorpo questo si associa ad un vantaggio proliferativo della cellula che presenta l' anticorpo sulla membrana. Il meccanismo di tramissione del segnale anticorpo di membrana-cellula comporta l'attivazione della via che coinvolge il fosfatidil inositolo.

Produzione di allo-anticorpi e auto-anticorpi - Gli anticorpi di un organismo non dovrebbero avere la possibilità di riconoscere le strutture appartenenti all'organismo stesso per non danneggiarle. In fisiologia questo sistema funziona grazie a un meccanismo che fa abortire la proliferazione di cellule linfocitarie che espongono sulla loro membrana degli anticorpi che riconoscono strutture del "self". Quando una cellula B , nella vita fetale incontra un antigene riconosciuto dai propri anticorpi di membrana va incontro a un fenomeno definito di delezione clonale o sviluppa uno stato di anergia per cui quando lo stesso antigene viene incontrato nella vita adulta, quella cellula potenzialmente adatta a produrre anticorpi specifici è stata eliminata o è presente ma inibita alla risposta anticorpale. Questo stato di anergia è sotto il controllo della popolazione T cellulare. Questo controllo può essere perduto in patologie definite auto-immunitarie perché vengono prodotti anticorpi contro il self. Nelle strategie di immunizzazione si deve conoscere questo problema perché nel caso in cui l'antigene contro cui evocare la risposta anticorpale sia strutturalmente molto simile nell' animale in cui realizzare l'immunizzazione, è possibile che l'animale manifesti uno stato di anergia. Si può in questo caso coniugare l'antigene con un " carrier" in modo da presentare l'antigene in una struttura completamente nuova. L'animale può reagire producendo anticorpi contro le due strutture o contro epitopi parzialmente condivisi. Ovviamente sarà importante isolare solo gli anticorpi di interesse.

Le immunizzazioni devono essere preferibilmente eseguite in presenza di adiuvante di Freund (una miscela di olii e micobatteri inattivati che inducono una reazione infiammatoria locale) completo o incompleto (privo di micobatteri).

Gli anticorpi policlonali sono miscele di anticorpi che derivano da cloni plasmacellulari diversi e che presentano eterogeneità nelle regioni variabili e nelle regioni costanti. La eterogeneità strutturale di questi anticorpi può essere ridotta, ad esempio mediante una cromatografia di affinità in cui un antigene viene immobilizzato su una resina e in questo caso si otterranno anticorpi ad elevata specificità anche verso un solo epitopo. Anche questi anticorpi saranno comunque ancora eterogenei nelle loro regioni variabili.

Gli anticorpi monoclonali sono anticorpi che derivano da un unico clone plasmacellulare e che sono quindi identici nella struttura della regione costante e variabile. Per produrre anticorpi monoclonali si deve isolare e far proliferare una singola plasmacellula.

Produzione di anticorpi monoclonali - Questa metodologia prevede l'immunizzazione di un animale (un topo) con un protocollo di immunizzazione simile a quello proposto per i policlonali ma si omette l'uso dell'adiuvante di Freund nell'ultima immunizzazione che viene eseguita 72 ore prima del sacrificio dell'animale. Quest' ultima immunizzazione serve a sincronizzare il ciclo delle plasmacellule con quelle del mieloma che verranno successivamente impiegate in modo che entrambi i B linfociti e le plasmacellule mielomatose murine siano nella fase S del ciclo cellulare.

I linfociti B maturi vengono estratti dalla milza (se ne possono recuperare circa 100x10⁶). La milza viene asportata, liberata dal grasso perisplenico e frantumata finemente (per esempio facendola passare attraverso l'ago di una siringa). Le cellule così estratte vengono lavate in soluzioni fisiologiche, contate (usando colorante di Turk o tripan blu). Questi linfociti vengono "trasformati" grazie alla fusione con una linea plasmacellulare murina che deve avere due principali caratteristiche:

1: non deve produrre immunoglobuline

2: non deve essere in grado di esprimere il gene per l'enzima ipoxantina guanina fosforibosiltransferasi (HGPRT) (Figura 2.4 Schema della biosintesi dei nucleotidi purinici e pirimidinici).

Origine delle linee cellulari di mieloma. Le cellule che non sono in grado di produrre immunoglobuline vengono selezionate da sottocoltivazioni di cellule continuamente analizzate per la presenza di immunoglobuline nel supernatante.

Le cellule prive dell'enzima HGPRT vengono invece selezionate facendo crescere le cellule in presenza di un analogo tossico della guanina quale la 6-tioguanina. Se HGPRT è espresso, la 6-tiopurina viene trasformato in 6-tioinosina 5 monofosfato che inibisce numerosi enzimi (vedi Zubay G.L. et al. Principles of Biochemistry Chapter 23 pag.551) e porta alla morte della cellula.

Queste cellule di mieloma, fatte crescere separatamente, vengono raccolte, lavate in soluzione fisiologica e contate.

Fusione. Si uniscono le plasmacellule e le cellule di mieloma in una provetta in un rapporto ottimale di 5:1 e si aggiunge un emulsionante: il polietilenglicole 4000 (PEG 4000). Il PEG è in una soluzione al 45% in terreno di coltura a pH 9 senza siero fetale. L'assenza del siero fetale in questo terreno è importante, per evitare l'aggregazione di tutte le proteine. La soluzione di PEG viene aggiunta mentre le cellule sono sottoposte ad una continua e delicata agitazione in modo che non si formino enormi aggregati cellulari. Il PEG, a questa concentrazione, non deve rimanere a contatto con le cellule per più di un minuto; passato questo tempo, le cellule vengono diluite con terreno di coltura inizialmente senza siero e successivamente, quando il PEG è stato eliminato, in presenza di siero fetale.

Si realizzano vere e proprie fusioni tra cellule diverse con la formazione di cellule ibride a corredo cromosomico aneuploide a cui contribuisce materiale genetico dei due stipiti cellulari.

In un terreno di coltura le plasmacellule normali producenti gli anticorpi moriranno per apoptosi nel giro di alcuni giorni, le cellule ibride linfociti-mieloma continueranno a proliferare, ma soprattutto cresceranno e prevarranno le cellule di mieloma appartenenti alla linea cellulare stabilizzata. Per eliminare le cellule di mieloma, deficitarie dell'enzima HPGRT, si utilizza un terreno di coltura contenente un inibitore della diidrofolato reduttasi: l'aminopterina, che inibisce la via di sintesi de novo delle basi puriniche e pirimidiniche.

I nucleotidi purinici vengono prodotti attraverso due vie biosintetiche: una via de novo e una via di recupero; la prima prevede la sintesi del nucleotide purinico a partire da precursori semplici, mentre la seconda prevede l'utilizzazione di purine libere, derivate dalla normale degradazione degli acidi nucleici e dei nucleotidi. Esistono due enzimi di recupero con diversa specificità; uno di questi è l'ipoxantina-guanina fosforibosiltransferasi (HGPRT).

Le cellule di mieloma nel terreno di coltura utilizzato muoiono in quanto non possono utilizzare la via di recupero per la sintesi dei nucleotidi purinici, perchè deficitari dell'enzima HGPRT, ed inoltre non possono utilizzare la via de novo perché inibita dall'aminopterina. Potranno sopravvivere, quindi, solo le cellule che posseggono l'HGPRT, cioè le cellule ibride che hanno ricevuto dai linfociti B il gene per questo enzima.

Gli ibridi ottenuti sono tra loro molto eterogenei; alcuni possono non essere stabili e morire, altri possono essere stabili ma non produrre Ig, altri ancora possono produrre anticorpi non utili, ma tra tutti questi ci saranno anche gli ibridi capaci di produrre gli anticorpi specifici per l'antigene utilizzato nel processo di immunizzazione. Per selezionare da questa moltitudine le cellule giuste si effettua uno screening, cioè si seminano gli ibridi ottenuti su piastre apposite (dotate di molti pozzetti) e poi si valuta la concentrazione e la specificità degli anticorpi prodotti in ogni pozzetto. Da questa valutazione si può dedurre in quale pozzetto è presente l'ibrido giusto e lo si isola.

Selezione. Per la selezione degli ibridomi specifici è necessario utilizzare un metodo sensibile, rapido e specifico: il metodo più utilizzato è il metodo ELISA (Enzyme Linked Immunosorbant Assay) che unisce la specificità degli anticorpi alla sensibilità di un semplice dosaggio spettrofotometrico del prodotto di reazione di un enzima. Questo metodo si basa sulla possibilità di far adsorbire ad una base in plastica l'antigene contro cui si vuole produrre l'anticorpo. Si preparano diversi pozzetti della piastra ELISA, in ciascuno dei quali viene fatto adsorbire 0.1-1 mg di antigene. A ciascun pozzetto si aggiunge poi una aliquota del terreno in cui sono cresciuti i diversi ibridomi. Se nel terreno di coltura è presente l'anticorpo specifico, si formerà un complesso antigene anticorpo, riconoscibile mediante l'esposizione del complesso antigene/anticorpo ad un anticorpo anti-immunoglobulina marcato con un enzima. L'aggiunta del substrato dell'enzima permetterà poi di dosare l'attività enzimatica, che risulterà proporzionale alla quantità di anticorpo specifico presente nel terreno di coltura.

Una volta individuati i pozzetti positivi, le cellule di questi pozzetti devono essere sottoposte alla "limiting dilution", cioè le cellule vengono diluite in un elevato volume di terreno di coltura che viene poi ridistribuito in diversi pozzetti; questa operazione deve essere ripetuta almeno tre volte e l'obiettivo è quello di ottenere in un pozzetto una singola cellula, da cui poi si origina una colonia di cellule. Questo procedimento corrisponde al clonaggio della cellula producente un singolo anticorpo.

Sulle diverse colonie cellulari ottenute si ripete lo screening più volte in quanto le cellule producenti anticorpi possono non essere stabili e portare ad un decadimento del titolo di anticorpi, inoltre nello stesso pozzetto si possono trovare cellule ibridizzate che non producono nulla. Queste ultime sono pericolose in quanto proliferano molto velocemente e tendono a sostituirsi alle prime. Quando le cellule produrranno un titolo costante di anticorpi si potrà essere certi di aver selezionato un clone.

Per verificare che in un pozzetto venga prodotto un unico anticorpo omogeneo si può effettuare una elettroforesi in condizioni native di un aliquota del terreno di coltura prelevato da ciascun pozzetto. Da questo tipo di analisi si metterà in evidenza una unica banda proteica, corrispondente all'anticorpo monoclonale ( Figura 2.5 Immunoblot di anticorpi monoclonali separati precedentemente in elettroforesi in agaroso).

Produzione quantitativa di anticorpi monoclonali. Per poter disporre di grandi quantità di anticorpo monoclonale si possono utilizzare diverse tecniche. Una di queste consiste nel far espandere gli ibridomi come tumori ascite (a singola cellula) nella cavità peritoneale di un topo; con questa tecnica si producono 20-30 mg/ml di anticorpi. In alternativa si possono produrre in vitro, ma la quantità è solo di 10 mg/ml.

La più innovativa tecnica di produzione di anticorpi è l'utilizzo di biofermentatori, che funzionano in maniera analoga ai fermentatori industriali in cui vengono utilizzati enzimi immobilizzati.

La componente principale di un biofermentatore è costituita da una cartuccia contenente fibre cave di polisulfone all'interno delle quali sono presenti le cellule produttrici; le fibre presentano dei pori anisotropici con un diametro che va diminuendo dall'esterno verso l'interno e che fungono da condotti trasportatori delle sostanze nutritive. Il biofermentatore è munito di una pompa peristaltica che invia il terreno di coltura da un serbatoio nella cartuccia, e ne mantiene il flusso costante; i pori hanno la capacità di captare i nutrienti e inviarli alle cellule e nello stesso tempo di impedire, grazie alla loro forma, la fuoriuscita delle stesse. Le cellule producono continuamente anticorpi e non proliferano; gli anticorpi prodotti fuoriescono dalle fibre, ma vengono trattenuti da una membrana e raccolti, ogni 4-5 giorni, grazie ad una valvola di scarico, posta alla base della cartuccia. Attraversata la cartuccia, il terreno viene inviato in un contenitore di scarico.

Anticorpi umanizzati. Questi tipi di anticorpi svolgono un ruolo fondamentale in terapia, soprattutto in terapia antitumorale.

Un anticorpo prodotto da una cellula animale diversa da quella umana, non viene accettato dal nostro organismo, viene trattato come non-self e contro di esso si scatena una risposta immunitaria. Umanizzare gli anticorpi vuol dire fornire ad anticorpi non umani alcune caratteristiche di quelli umani, in modo da ingannare il sistema immunitario; questo si può fare sostituendo le regioni costanti degli anticorpi murini con le regioni costanti delle immunoglobuline umane.

Per fare tutto questo non si manipolano gli anticorpi direttamente, ma si agisce a livello del DNA di topo in modo che le cellule produttrici sintetizzino anticorpi con le porzioni variabili murine e le porzioni costanti umane. (Figura 2.6 )

Anticorpi bispecifici. Generalmente i siti di legame su un anticorpo sono identici e indipendenti. E' tuttavia possibile ottenere in laboratorio anticorpi con siti di legame diversi e indipendenti. I due frammenti Fab di questi anticorpi sono diversi e sono tenuti insieme da ponti disolfuro come nei normali anticorpi; le due catene pesanti che costituiscono il frammento Fc possono essere uguali, possono essere diverse e possono essere umanizzate; possono anche mancare.

Gli anticorpi bispecifici possono essere utilizzati in medicina, in terapia o in diagnostica; ad esempio possono essere impiegati per ricercare cellule tumorali: si saturano gli anticorpi bispecifici con saporina, si purificano e si iniettano. Il frammento Fab libero (non legato con la saporina) identifica l'epitopo sulla cellula tumorale e si lega ad esso. Questi anticorpi si accumulano nelle metastasi in grandi quantità e possono essere rivelate con tecniche di radiodiagnostica. ( Figura 2.7 )

Anticorpi catalitici. Gli anticorpi catalitici mimano l'azione degli enzimi e vengono prodotti per catalizzare reazioni biologiche senza dover ricorrere agli enzimi naturali.

Considerando che in ogni reazione il substrato passa attraverso uno stato intermedio altamente instabile, si immunizza l'animale non con il substrato della reazione enzimatica, ma con un analogo stabile dello stato di transizione. In questo modo si producono anticorpi con un'attività catalitica che riproduce quella dell'enzima naturale.

Ad esempio, la ferrochelatasi è un enzima che catalizza l'introduzione del ferro nell'anello protoporfirinico per la formazione dell'eme. L'abbassamento dell'energia dello stato di transizione è dovuto al legame che la ferrochelatasi provoca all'anello. Per produrre un anticorpo che imiti l'azione della ferrochelatasi si utilizza come antigene la N-metilprotoporfirina, che ha una struttura simile allo stato di transizione dell'anello protoporfirinico; in questo modo si ottiene un anticorpo catalitico che presenta una K_m simile a quella dell'enzima naturale.

Sono stati prodotti anche anticorpi catalitici che imitano l'azione di idrolasi e di peptidasi.

Tecniche di Immunoprecipitazione

La reazione antigene-anticorpo può dar luogo in vari casi alla formazione di un polimero di elevatissimo peso molecolare che diventa insolubile nelle soluzioni acquose E' facile intuire che un anticorpo policlonale che riconosce multipli epitopi sull'antigene più efficacemente riesce a creare un polimeo di questo tipo.

Questi immunoprecipitati si formano quando antigene e anticorpo sono presenti in determinati rapporti stechiometrici. Fisiologicamente possono essere molto importanti, in quanto questi immunocomplessi precipitano nei tessuti e possono essere la causa di numerose patologie. La quantità di immunoprecipitato formatosi può essere dosata mediante tecniche centrifugative o torbidimetriche.

Se si monitorizza la concentrazione di immunoprecipitato in funzione della concentrazione dell'antigene presente si otterrà una curva simile a quella riportata in Figura 2.8 (Curva di precipitazione di un complesso antigene/anticorpo)

La curva ottenuta può essere suddivisa in tre zone:

zona di eccesso di antigene in cui il precipitato si ridiscioglie.

Quando l'immunoprecipitazione avviene all'interno di un gel si parla più propriamente di immunodiffusione. Sono stati messi a punto diversi metodi di immunodifusione che possono essere utilizzati per il dosaggio di antigeni. Tra questi metodi posiamo citare: l'immunodiffusione radiale semplice, l'immunodiffusione doppia e l'immunoelettroforesi.

L'immunodiffusione radiale semplice consiste nello scavare dei pozzetti in un terreno di agar in cui sia stato disciolto un anticorpo specifico, nel porre in questi pozzetti degli antigeni e nell'osservare gli anelli di precipitazione formatisi. Man mano che l'antigene diffonde nell'agar si forma un precipitato ad anello che si muove verso la periferia, divenendo stazionario nella zona di equivalenza. Il diametro dell'anello è funzione della concentrazione di antigene. Ponendo in un grafico il diametro dell'anello (l'area del cerchio) al punto di equivalenza contro la concentrazione di antigene, si ottiene una retta di taratura che consente di determinare la concentrazione dell'antigene in un campione ignoto.

L'immunodiffusione doppia (metodo di Ouchterlony). Si utilizza un gel di agar nel quale vengono scavati dei pozzetti disposti come riportato in Figura 2.9 (Esempio di uno esperimento di Ouchterlony).

Nel pozzetto centrale si può depositare l'anticorpo e nei pozzetti attorno i diversi antigeni. Anticorpo ed antigene diffondono nell'agar, in corrispondenza del punto di equivalenza si forma l'immunoprecipitato, che può essere meglio evidenziato mediante colorazione con blue comassie (un colorante specifico per le proteine). L'esperimento viene condotto in camera umida.

Questa tecnica permette di stabilire se gli antigeni depositati nei diversi pozzetti sono o non sono identici o se hanno epitopi in comune. Si ha una reazione di identità tra più antigeni contenenti identici epitopi quando le bande di precipitazione si fondono lungo una linea continua (Figura 2.10a - Schema dei possibili risultati di un esperimento di Ouchterlony). Si ha invece una reazione di non identità quando il pozzetto centrale contiene anticorpi contro entrambi gli antigeni, ma questi non hanno un epitopo in comune: si ottengono in questo caso due bande di precipitazione che si intersecano (Figura 2.10b). Si ha infine una reazione di identità parziale quando i due antigeni hanno almeno un epitopo in comune, ma gli anticorpi utilizzati riconoscono sia l'epitopo in comune sia un altro epitopo proprio di uno solo degli antigeni (Figura 2.10c).

La posizione relativa della banda di precipitazione fornisce anche una stima semiquantitativa della concentrazione di antigene: infatti la distanza della banda di precipitazione dal pozzetto contenente l'antigene è proporzionale alla quantità di antigene presente: tanto maggiore è la quantità di antigene tanto maggiore è la distanza della banda.

L'immunoelettroforesi è una tecnica che unisce la specificità della reazione di immunoprecipitazione con la separazione di molecole mediante elettroforesi. Solitamente si utilizza un gel d'agarosio su cui si praticano due incisioni parallele e alcuni pozzetti ( Figura 2.11 - Fasi successive di una immunoelettroforesi). Nei pozzetti si depositano gli antigeni e si fa avvenire l'elettroforesi. Al termine dell'elettroforesi, le due incisioni parallele sono riempite con un antisiero opportuno e si lascia in incubazione per una notte. Gli antigeni diffondono radialmente e gli anticorpi diffondono lateralmente dando quindi luogo ad archi di precipitazione.

Esistono diversi tipi di immunoelettroforesi tra cui l'immunoelettroforesi quantitativa e l'immunoelettroforesi bidimensionale.

L'immunoelettroforesi quantitativa, chiamata anche " rocket elettroforesi" è una tecnica che si avvale, come l'immunodiffusione radiale semplice, di un gel d'agar in cui sia presente un determinato anticorpo. In questa matrice vengono scavati dei piccoli pozzetti nei quali vengono posti degli antigeni. Applicando una corrente continua gli antigeni migrano verso l'anodo e incontrano gli anticorpi che si muovono invece verso il catodo; quando antigene e anticorpo avranno raggiunto l'equivalenza stechiometrica si formeranno gli immunoprecipitati insolubili che daranno archi di precipitazioni analoghi a quelli presentati in Figura 2.12. Più l'antigene è concentrato nel pozzetto, più alto sarà il suo arco di precipitazione. Ponendo in grafico l'altezza degli archi contro la concentrazione si otterrà una retta di taratura che servirà per determinare la concentrazione di un antigene in un campione ignoto.

Un'altra interessante tecnica è l'immunoelettroforesi bidimensionale che unisce la separazione elettroforetica di una miscela di sostanze (proteine, antigeni) con la specificità e la rapidità della rocket elettroforesi. In un primo tempo si separano gli antigeni mediante elettroforesi su agar; successivamente si taglia una porzione rettangolare di questo gel che viene poi trasferita su una lastra di vetro quadrata. Adiacente al primo gel viene fatto solidificare uno strato d'agar contenente un anticorpo e quindi si effettua una elettroforesi in direzione perpendicolare alla precedente. Si formano così degli archi di precipitazione che hanno una forma simile ad una campana. Confrontando le aree sottese da ciascun arco con quella di composti standard si potrà ottenere una stima semiquantitativa della concentrazione dei singoli antigeni presenti in un campione.

Nell'impiego di queste tecniche bisogna rispettare dei piccoli accorgimenti: l'anticorpo deve essere introdotto nella matrice allo stato liquido ad una temperatura di circa 56°C e questo per non provocare la denaturazione degli anticorpi; per l'elettroforesi il gel d'agar deve avere un pH 8.3, pH al quale molti antigeni sono carichi negativamente e gli anticorpi sono al loro punto isoelettrico (rimangono fermi nell'agar) o sono carichi positivamente.

Le tecniche finora citate non possono essere sempre applicate con anticorpi monoclonali. Per questi anticorpi sono preferibili tecniche in cui gli antigeni vengono immobilizzati su fase solida dopo una separazione elettroforetica e pertanto la immuno-rivelazione non richiede la formazione di un immunoprecipitato insolubile.

    Ka

P+ nL   ---->  PLn

   <----

Kd
 
 

P è la proteina o in questo caso l'anticorpo
L è il ligando, o in questo caso l'antigene;
PLn è il complesso, in questo caso antigene-anticorpo;
n è il numero di siti di legame
Ka è la costante di affinità del legame anticorpo-antigene;
Kd è la costante di dissociazione del complesso antigene-anticorpo ed è pari a 1/Ka.

Applicando la legge di azione di massa all'equilibrio e risolvendo l'equazione per Ka si ottiene l'equazione di Scatchard:

  r / [L] = nKa - Kar

dove r rappresenta il numero di moli di antigene legato per mole di anticorpo, cioè

r = [PLn] / [P]
[P] = concentrazione molare dell'anticorpo
[PLn] = concentrazione molare del complesso antigene-anticorpo

Per determinare i valori di n e di Ka si misurano, a concentrazione fissa di anticorpo, le concentrazioni della frazione libera di antigene e della frazione legata corrispondente. Per fare questo, cioè per riuscire a discriminare tra ligando libero e complessato, si utilizzano varie tecniche come l'ultracentrifugazione, la cromatografia ad esclusione, la dialisi all'equilibrio, metodi immunoenzimatici competitivi (ELISA) e metodi radioimmunologici (RIA).

Negli esperimenti di equilibrio di dialisi, la proteina e il ligando, ognuno in un tampone allo stesso pH, sono inizialmente posti nelle due metà di una cella di dialisi. La cella, che generalmente ha un volume totale interno di 1 cm&sup3;, è costruita con un materiale plastico trasparente ed è suddivisa in due parti mediante una membrana semipermeabile montata su un supporto a rete inerte. La temperatura della cella è controllata da un termostato e, inoltre, la cella viene fatta lentamente ruotare per facilitare il raggiungimento dell'equilibrio da parte del sistema. Le molecole di ligando, che sono piccole e possono facilmente diffondere attraverso la membrana, si distribuiranno ai due lati della membrana stessa fino a raggiungere la stessa concentrazione nei due ambienti della cella di dialisi. La proteina rimane invece confinata in una delle due metà della cella. Ad equilibrio conseguito, dopo circa 12 ore di incubazione, si misura la concentrazione di ligando in entrambi i comparti. La concentrazione misurata nel comparto in cui è presente anche la proteina sarà pari alla concentrazione totale (libero e legato) del ligando, e sarà uguale alla quota di ligando libero presente dall'altro lato della membrana. Conoscendo la concentrazione della proteina si può ricavare il valore di r e costruire un grafico in cui si riporta in ordinata r/L e in ascissa r. L'intercetta sull'asse delle x corriponde al numero di siti di legame per mole di proteina, dalla pendenza della retta si può invece calcolare la Kd del complesso proteina/ligando.

Spesso il ligando è presente sottoforma di un composto marcato con &sup3;H o ¹⁴C, per cui il dosaggio viene semplicemente eseguito mediante la misurazione della radioattività. E' ovvio che il ligando non deve modificarsi quando si lega alla proteina.
I limiti di questa tecnica sono costituiti dai lunghi tempi necessari perchè si instauri l'equilibrio e dal fatto che il metodo non può essere applicato nei casi in cui il ligando sia una macromolecola come, ad esempio, nel caso del legame del tRNA all'amminoacil-tRNA sintetasi.

DG = - RT ln Ka
 
 

R= costante dei gas,
T= temperatura assoluta espressa in gradi Kelvin
 

Dosaggio immunoenzimatico (ELISA)

L'ELISA è una tecnica che si può usare, oltre che durante la produzione degli anticorpi monoclonali per lo screening degli ibridomi, anche per dosare antigeni.

In questo caso si possono utilizzare due diversi metodi: il metodo competitivo e quello del doppio anticorpo.

Metodo competitivo: si fa reagire una quantità nota di antigene marcato con un enzima e una quantità ignota dello stesso antigene libero, con uno specifico anticorpo legato ad una fase solida. Sul sito di legame dell'anticorpo si crea competizione tra l'antigene marcato e quello "freddo", cioè non marcato. Dopo aver lavato il complesso con tampone, si aggiunge il substrato dell'enzima e si misura l'attività enzimatica. In condizioni standard, l'attività enzimatica misurata è proporzionale alla frazione di antigene marcato presente nella miscela. La differenza tra questo valore e quello di un campione in cui si è omesso l'antigene libero rappresenta la misura della concentrazione di antigene nel campione ignoto (Figura 2.14 - Schema del metodo ELISA competitivo).
• Metodo del doppio anticorpo: si fa reagire una soluzione ignota di antigene con un anticorpo specifico legato ad una fase solida, si lava e si aggiunge un secondo anticorpo; questo anticorpo dovrà essere policlonale per legarsi ad un diverso epitopo dell'antigene. Dopo un secondo lavaggio si aggiunge il substrato dell'enzima. L'attività enzimatica dosata in condizioni standard, sarà direttamente proporzionale alla quantità di antigene presente. ( Figura 2.15 - Schema del metodo ELISA del doppio anticorpo)
• 
  

Dosaggio radio immunologico (RIA)

Il metodo è basato sulla competizione tra un antigene non marcato e una quantità fissa dello stesso antigene marcato, per il legame con un numero limitante e costante di siti anticorpali. Solitamente l'antigene viene marcato con ¹²⁵I. E' necessario costruire prima di tutto una curva di taratura, a questo scopo, si fa reagire una quantità nota di antigene marcato (AgI) e di antigene non marcato (Ag) con l'anticorpo (Ab). Si formano quindi complessi Ag/Ab e AgI/Ab, in eccesso di Ag si avrà parte di Ag freddo e di Ag marcato liberi. A questo punto è necessario separare le specie legate da quelle libere, su ciascuna delle quali deve essere misurata la radioattività. L'antigene libero può essere separato mediante cromatografia a scambio ionico, oppure adsorbimento al carbone attivato o alla silice. Il complesso Ag/Ab può invece essere separato utilizzando un anticorpo che reagisca con l'anticorpo complessato formando un precipato oppure si può separare mediante precipitazioni con solventi o sali opportuni. E' possibile utilizzare per il RIA anche anticorpi legati alle pareti della provetta utilizzata per il dosaggio, in questo caso basta centrifugare ed eliminare l'antigene non legato.

Variando la concentrazione di Ag freddo e mantenendo costante AgI e Ab si può costruire la curva di taratura, riportando la radioattività legata/radioattività libera contro la concentrazione nota di Ag. Dalla curva di taratura si può poi calcolare la concentrazione di Ag sconosciuta.

Identificazione di epitopi su catene polipeptidiche

Gli anticorpi anti proteine rappresentano un modello di interazione  proteina-proteina in cui può essere progettato il sito di interazione  immunizzando gli animali o selezionando gli anticorpi con peptidi identici  a porzioni limitate di struttura proteica. Anticorpi possono interagire con siti funzionali delle proteine e abrogarne la funzione. La definizione del sito di interazione anticorpo-proteina può essere raggiunta con metodi cristallografici (mAb-Lysozyme PDB codeBrokHaven data bank) o con metodi di chimica delle proteine che prevedono la frammentazione proteica, individuazione del frammento riconosciuto dall'anticorpo, determinazione della struttura del frammento riconosciuto, uso di peptidi sintetici nella definizione accurata dell'epitopo, determinazione della Kd per il legame anticorpo-peptide. (Figura 2.16- Determinazione della Kd di un anticorpo anti beta2-microglobulina per il legame a due diversi peptidi).

REAL TIME BIA (Biomolecular Interaction Analysis)

a cura di Silvia Grossi° e Sofia Giorgetti*

°Dip. Chimica Farmaceutica e ^*Dip. Biochimica dell’Università degli Studi di Pavia

SENSOR CHIP
Il SENSOR CHIP (Fig. 2.18 - Schema di un sensor chip) è costituito da un supporto in vetro su cui è stato depositato un sottilissimo strato in oro. L’oro presenta infatti inerzia chimica verso soluti e solventi e fornisce una buona risposta in SPR.
Lo strato in oro a sua volta è ricoperto da una matrice legata covalentemente ad esso sulla quale vengono immobilizzate le biomolecole (LIGANDO).
Il chip più utilizzato è il CM5 la cui matrice è costituita da DESTRANO CARBOSSIMETILATO NON CROSSLINKATO che fornisce un intorno adatto per lo studio delle interazioni biomolecolari.
Il destrano è costituito da un polimero lineare di unità di glucosio carbossimetilato.
Le caratteristiche della matrice sono:

Capitolo 3

PURIFICAZIONE DI PROTEINE
 
 

Lo studio delle proprietà fisiche e biologiche di una proteina richiede la sua purificazione. La proteina deve essere estratta dalla matrice biologica dove si trova e separata dalle altre componenti proteiche. La strategia di purificazione è diversa a seconda del tipo di proteina, della sua localizzazione cellulare, del tipo di studi che si vuole condurre e quindi anche della quantità di proteina necessaria. In generale studi di attività enzimatica non richiedono una proteina pura al 100%, ma una proteina di cui sia stata salvaguardata completamente la funzionalità, quindi che non abbia subito processi di denaturazione e di proteolisi. Quando invece si vogliono condurre studi strutturali occorre che la proteina sia assolutamente pura, la sua denaturazione non influenza tuttavia ad es. la determinazione della sua struttura primaria.

Durante il processo di purificazione di una proteina è necessario un continuo monitoraggio dell'efficienza di ogni singolo passaggio, che deve generalmente comportare una diminuzione della quantità totale di proteine e un aumento del rapporto tra la quantità di proteina che si vuole purificare e la quantità di proteine totali. Nel caso in cui la proteina che si vuole purificare sia un enzima, ad ogni passaggio di purificazione si può calcolare le unità di attività enzimatica dell'enzima in esame. Si può quindi definire la resa di ogni step di purificazione come:

Resa= Unità enzimatiche nella frazione/unità enzimatiche nella preparazione originale

Unità internazionale di enzima (U) = quantità di enzima che è in grado di convertire in prodotto 1 mmol di substrato in 1 minuto in condizioni definite di pH e temperatura

L'attività specifica di un enzima rappresenta un altro parametro che può essere utilizzato per valutare il grado di purezza di un enzima. In questo caso l'attività enzimatica totale viene correlata al contenuto totale di proteine presenti nella preparazione.

Attività specifica: unità totali di enzima nella frazione / quantità totali di proteine nella frazione

Consideriamo ad esempio la purificazione di un enzima ipotetico, e supponiamo che nell'estratto grezzo vi siano 100.000 unità di enzima e un'attività specifica di 10 U/mg, questo significa che la proteina da purificare rappresenta solo una delle tante componenti proteiche presenti nell'estratto; supponiamo, poi, che al termine del processo di purificazione le unità enzimatiche siano solo 45.000, ma che l'attività specifica sia aumentata enormemente, arrivando fino a 500 U/mg; questo significa che il processo di purificazione ha avuto successo. ( Figura 3.1 - Monitoraggio attività specifica)

Metodi di estrazione di proteine.

Le proteine extracellulari, presenti nel siero o liberate nel brodo di coltura, possono essere rimosse dal materiale insolubile semplicemente per centrifugazione o filtrazione. Le proteine intracellulari (citoplasmatiche o quelle presenti negli organuli subcellulari) vengono invece estratte con metodi che permettono la rottura delle cellule.

I metodi utilizzati possono essere più o meno drastici in funzione del tipo di cellula. In ogni caso, è essenziale utilizzare un metodo che permetta di mantenere intatta la funzionalità della macromolecola che si vuole estrarre. A questo scopo bisogna sempre seguire alcuni accorgimenti: un controllo continuo della temperatura (nel caso di enzimi ad es. è preferibile operare tra 0 e -5&deg;C per evitare la denaturazione); è preferibile utilizzare un tampone contenente EDTA, un chelante che complessa Ca²⁺ e Mg²⁺ e quindi permette l'inibizione di eventuali enzimi contaminanti, che necessitano di questi ioni per essere attivi; si possono inoltre aggiungere al tampone di omogenizzazione specifici agenti stabilizzanti, come Zn²⁺ nel caso di proteine contenenti zinco etc.

Particolari procedure devono essere seguite nel caso si voglia isolare alcune proteine di membrana. In questo caso occorre utilizzare dei detergenti con catene lipofile in grado di legarsi alle porzioni idrofobiche della proteina e rompere le interazioni proteina&ndash;membrana ( Figura 3.2 - Solubilizzazione di una proteina). Uno dei detergenti più utilizzati è il Triton X-100, nome commerciale di un detergente non ionico derivato del polietilenglicole.

Metodi di rottura delle cellule

I metodi utilizzati per la rottura delle cellule dipendono dal tipo di cellule e dal loro grado di resistenza. Alcune cellule animali ad esempio, possono essere rotte semplicemente per shock osmotico (eritrociti ad es.), per successivi passaggi di congelamento e scongelamento, per digestione enzimatica con diverse proteasi o utilizzando solventi organici come il toluene. Le cellule vegetali presentano solitamente una maggiore resistenza a causa della presenza della parete cellulare, possono comunque essere rotte con miscele di pectinasi e cellulasi.

La lisi di alcuni tipi di batteri può essere ottenuta con enzimi digestivi o mediante shock osmotico, per altri tipi di batteri occorre invece utilizzare metodi meccanici più energici.

Questi metodi meccanici comprendono l'utilizzo di:

Qualunque sia il metodo utilizzato per l'omogenizzazione, questa va comunque condotta in presenza di un solvente acquoso, solitamente un tampone salino che può essere isotonico o meno con l'ambiente cellulare. L'utilizzo di un tampone isotonico è necessario quando si vogliono separare i componenti subcellulari integri.

L'omogenato ottenuto viene sottoposto successivamente a processi centrifugativi.

Metodi di precipitazione delle proteine

-precipitazione al punto isoelettrico;

-precipitazione al calore;

-precipitazione frazionata con sali;

-precipitazione con solventi organici;

-precipitazione con polimeri organici (PEG);

-precipitazione da denaturazione a pH estremi.

La maggior parte delle proteine possono essere precipitate con queste tecniche, ma un capitolo a parte è costituito dalle proteine di membrana, proteine che hanno una lunga serie di residui idrofobici e che sono quindi poco idrosolubili e appena separate dalla membrana a cui appartengono precipitano spontaneamente. Un modo per separarle dalla loro membrana è quello di usare il triton, un detergente che non crea legami troppo forti e che, una volta eliminato, libera la proteina nel solvente acquoso che precipita formando agglomerati anche molto grossi.

La solubilità di una proteina è il risultato di interazioni polari con il solvente acquoso, interazioni ioniche con i sali presenti e varie forze repulsive tra molecole dotate di identica carica.

La precipitazione con PEG presenta l'inconveniente che questo polimero può essere difficilmente rimosso dalla proteina infatti non è separabile dalle proteine attraverso la dialisi.

Capitolo 4

CENTRIFUGAZIONE
 
 

Principi base della centrifugazione

Le tecniche centrifugative si possono suddividere in generale in:

• preparative
• analitiche

La centrifugazione preparativa permette di separare e purificare cellule intere, organuli subcellulari e macromolecole biologiche, come acidi nucleici o proteine. La centrifugazione analitica permette invece di studiare le caratteristiche di sedimentazione del campione e di determinarne il grado di purezza o la massa molecolare.

Una qualsiasi particella che viene fatta ruotare all'interno di un rotore di centrifuga si trova sottoposta ad un campo centrifugo (G) pari a:

  G = w&sup2; r   (1)
 

r : distanza radiale della particella dall'asse della rotazione espressa in cm;
w : velocità angolare del rotore espressa in angoli radianti/sec.

Un angolo radiante si calcola dividendo l'arco rettificato che gli corrisponde in una circonferenza con il centro nel suo vertice e il raggio della stessa.

w = 2p rpm / 60
 

per cui sostituendo nell'equazione (1) il valore di w, otteniamo:

RCF= (2p rpm/60) ². r/980= 1,11 x 10^-5 rpm².r
 
 

Le centrifughe sono provviste di tabelle che permettono di trasformare gli rpm in g.

Solitamente la centrifugazione viene condotta su del materiale biologico in sospensione in un solvente. La velocità di sedimentazione di una particella non dipende solo dalla forza del campo centrifugo applicato, ma anche da caratteristiche fisiche della particella stessa e del mezzo in cui si trova.

Per calcolare la velocità di sedimentazione di una particella consideriamo quindi prima di tutto la forza centrifuga F a cui questa particella viene sottoposta. Nel caso di una particella di massa m questa forza è pari a:

F= m(1- r/ r_p) w&sup2;r
 
 

Ovviamente se r=r _pla particella non è sottoposta ad una forza netta, dato che sposta una quantità di soluzione pari al suo peso, per cui non sedimenterà. La sedimentazione di una particella in un campo centrifugo è tuttavia contrastata da una forza f₀ pari a:

dove f è il coefficiente frizionale e v è la velocità di sedimentazione della particella; f dipende dalle dimensioni, dalla forma e dal grado di idratazione della particella e dalla viscosità del mezzo. Secondo la legge di Stokes, per una particella sferica e non idratata, tale coefficiente è pari a

h = coefficiente di viscosità del mezzo;
r_p = raggio della particella sferica

Si stabilisce una velocità di sedimentazione all'equilibrio quando

In realtà questo equilibrio viene raggiunto abbastanza rapidamente e la particella si muove con velocità costante. Questa velocità sarà pari a
 
 

m (1-vr) w&sup2;r
v = ---------------------

6p h r_p
 
 

Da questa equazione si può dedurre che la velocità di sedimentazione di una particella è proporzionale alla sua massa (una particella con massa maggiore sedimenta più velocemente di una che, a parità di forma e densità, ha una massa minore), alla differenza tra la densità della particella e del mezzo, ed al campo centrifugo applicato.

La velocità di sedimentazione dipende anche dalla forma della particella, infatti una particella che offre al mezzo una maggior superficie di attrito si deposità più lentamente di una che, a parità di massa, è più compatta. Quindi le particelle allungate sedimentano più lentamente di particelle sferiche con la stessa massa.

Il coefficiente di sedimentazione è espresso in secondi e dipende dalla temperatura, dalla densità e dalla viscosità della soluzione. Proprio per questo motivo, poichè gli studi di velocità di sedimentazione vengono condotti impiegando svariati sistemi soluto-solvente, per convenzione si usa correggere il coefficiente di sedimentazione trovato sperimentalmente in quel valore che si otterrebbe in un mezzo la cui densità e viscosità fosse pari a quello dell'acqua a 20&deg;C, il valore così trovato viene espresso come coefficiente di sedimentazione standard o s20,w.

Valori tipici di s, per le diverse molecole, sono nell'ordine di 10 ^-13 sec; perciò questa quantità è stata definita 1unità Svedberg (S). Perciò se una molecola di rRNA possiede un coefficiente di sedimentazione di 5x10^-13sec, si dice che essa ha un coefficiente pari a 5S.

Poiché particelle o molecole di dimensioni diverse hanno valori di S diversi, e quindi diverse velocità di sedimentazione, la centrifugazione può essere utilizzata come un valido metodo di separazione.
 
 

Centrifugazione preparativa

La centrifugazione preparativa comprende la centrifugazione differenziale, la centrifugazione in gradiente di densità e la centrifugazione elutriativa.

La centrifugazione differenziale si basa sulla diversa velocità di sedimentazione di particelle tra loro diverse per densità e dimensioni; la centrifugazione porterà inizialmente alla sedimentazione delle particelle di maggiori dimensioni. Se le particelle hanno la stessa massa ma densità diversa, quelle con densità maggiore sedimenteranno più rapidamente di quelle meno dense.

Nella centrifugazione differenziale, il materiale sul quale viene condotto il frazionamento viene separato in un certo numero di frazioni mediante successive centrifugazioni, in cui aumenta di volta in volta il campo centrifugo applicato. Ad ogni passaggio si sceglie il campo centrifugo applicato e il tempo di centrifugazione in modo che una determinata frazione, centrifugata per un tempo prefissato, dia un sedimento di particelle e un sovranatante, cioè una soluzione contenente il materiale che non è sedimentato. Qualsiasi particella presente all'inizio nell'omogeneizzato potrà ritrovarsi nel sedimento o nel sovranatante o in entrambe le frazioni a seconda del tempo e della velocità di centrifugazione e delle dimensioni e della densità della particella. Alla fine della centrifugazione, si separa il sedimento dal sovranatante e il sedimento viene lavato più volte, risospendendolo nel medium di omogeneizzazione e ricentrifugandolo nelle stesse condizioni. Questa procedura minimizza la contaminazione da particelle non desiderate, migliora la separazione e fornisce una preparazione quasi pura del materiale presente nel sedimento, ma porta, inevitabilmente, ad una riduzione della resa. ( Figura 4.1 - Rappresentazione schematica di una centrifugazione differenziale )

Il primo passaggio nella centrifugazione zonale o a banda è la formazione di un gradiente di densità in una provetta mediante il mescolamento in proporzioni diverse di una soluzione a bassa densità (saccarosio al 5%) con una ad alta densità (saccarosio al 20%). Si stratifica il campione da centrifugare sopra la miscela e durante la centrifugazione le proteine si muoveranno attraverso il gradiente e si separeranno secondo i loro coefficienti di sedimentazione. La centrifugazione viene fermata prima che la proteina più veloce raggiunga il fondo della provetta. Si possono raccogliere le bande delle proteine separate facendo un buco sul fondo della provetta e raccogliendo il gradiente goccia a goccia. Questa tecnica di sedimentazione separa facilmente proteine che differiscono nel coefficiente di sedimentazione di un fattore di due o più. (Figura 4.2 - Rappresentazione schematica di centrifugazione zonale )

Non esiste un unico materiale per la preparazione di gradienti di densità valido per ogni tipo di separazione poichè la scelta del materiale più adatto dipende dalla natura delle particelle che devono essere separate. I materiali usati dovrebbero comunque avere le seguenti caratteristiche:

I materiali comunemente usati sono cloruro e solfato di cesio, bromuro e ioduro di sodio, glicerolo, saccarosio, destrano, etc.

Una particolare tecnica centrifugativa, che si impiega quando si deve operare su grandi volumi, è la centrifugazione elutriativa. Con questa tecnica si può ottenere la separazione e la purificazione di una grande varietà di cellule a partire da diversi tipi di tessuto e da specie diverse, semplicemente mediante l'uso della delicata procedura di un "lavaggio" in un rotore elutriatore. La tecnica permette di separare particelle che differiscono tra loro soprattutto per le dimensioni, sfruttando il loro diverso valore di equilibrio raggiunto nella camera di separazione nel rotore quando il flusso di liquido che si muove in direzione centripeta controbilancia la forza centrifuga applicata. La tecnica non fa uso di gradienti di densità. Si può usare qualsiasi tipo di medium, e poichè le particelle non arrivano mai a formare un vero sedimento, l'elutriazione centrifugativa si presta molto bene per separare cellule o particelle, di diametro compreso tra 5 e 50 mm, che si presentano fragili e facilmente danneggiabili. La separazione avviene molto rapidamente o permette di ottenere frazioni di cellule in elevata concentrazione, con rese molto alte e soprattutto con vitalità cellulare salvaguardata. (Figura 4.3 - Rappresentazione schematica di rotore elutriatore per centrifughe a flusso continuo )

Tipi di centrifughe

Le centrifughe possono essere classificate in: piccole centrifughe da banco e microcentrifughe, centrifughe refrigerate a grande capacità, centrifughe refrigerate ad alta velocità, centrifughe a flusso continuo, ultracentrifughe (preparative ed analitiche).

Centrifughe da banco. Ne esistono di diversi tipi, sono le più semplici e meno costose e sono spesso usate per raccogliere piccole quantità di materiale che sedimenta rapidamente. Generalmente presentano velocità massime comprese tra 4000 e 6000 rev/min con RCF massimi compresi tra 3000 e 7000g. Molte di esse operano a temperatura ambiente e il flusso d'aria attorno al rotore ne controlla la temperatura. Tuttavia, alcuni tra i modelli più recenti hanno un sistema di refrigerazione incorporato che mantiene il rotore a basse temperature, così da prevenire un'eventuale denaturazione delle proteine. Sono disponibili anche microcentrifughe che sviluppano rapidissime accelerazioni che permettono loro di raggiungere velocità comprese tra 8000 e 13 000 rev/min e campi centrifughi di circa 10 000 g. Queste centrifughe si dimostrano molto utili quando sia necessario sedimentare in un tempo molto breve (uno o due minuti) piccoli volumi di materiale (da 250 mm&sup3; a 1,5 mm&sup3;). Come esempi di applicazioni pratiche delle centrifughe da banco possiamo citare la rapida sedimentazione di campioni di sangue.

Centrifughe refrigerate a grande capacità. Sono strumenti che possono raggiungere una velocità massima di 6000 rev/min e un RCF massimo di 6500 g. Tutte posseggono camere refrigerate e la differenza, tra una centrifuga e l'altra, consiste solo nella capacità massima delle provette (10, 50 e 100 cm&sup3;). Con queste centrifughe si possono utilizzare sia rotori ad angolo fisso che quelli a bracci oscillanti. Nel corpo dei rotori ad angolo fisso sono scavati degli alloggiamenti per le provette, che formano un angolo ben preciso con l'asse centrale. In questi rotori, le particelle, sotto l'influenza del campo centrifugo, si muovono radialmente verso la parete esterna della provetta da centrifuga e devono percorrere solo una breve distanza prima di raggiungere questa parete. Quando le particelle urtano la parete della provetta cominciano a scendere lungo di essa formando sul fondo della provetta un sedimento che può poi essere facilmente recuperato.

Ultracentrifughe analitiche. Le ultracentrifughe analitiche, che possono operare a velocità che si avvicinano a 70.000 riv/min (500.000xg), sono costituite da un motore, da un rotore (contenuto in una camera adeguatamente schermata e refrigerata, in cui viene fatto il vuoto) e, infine, da un sistema ottico che permette di osservare il materiale biologico mentre sedimenta, in modo da determinare in ogni momento della centrifugazione le concentrazioni di distribuzione all'interno del campione stesso. Nel rotore prendono posto due celle, la cella analitica e la cella di bilanciamento, che serve a controbilanciare quella analitica. Nella cella di bilanciamento esistono due fori a distanza calibrata dall'asse di rotazione che servono come riferimento per la distanza percorsa dalle particelle nella cella analitica. Una cella analitica molto utilizzata è quella con sezione trasversale a settore circolare, progettata per evitare i moti convettivi delle soluzioni e capace di contenere, quando completamente riempita, una colonna di liquido dell'altezza di 14 mm (di solito ha capacità di 1 cm&sup3;). La cella ha una geometria tale che, se correttamente alloggiata nel rotore, benchè rimanga in posizione verticale, si comporta esattamente come una provetta nel rotore a bracci oscillanti, in condizioni quindi praticamente ideali per la sedimentazione e assicurando che, durante la centrifugazione, non si accumuli materiale lungo le pareti. Le celle analitiche hanno anche i piani superiore ed inferiore trasparenti in quarzo o in zaffiro sintetico.

La camera del rotore possiede due lenti, una superiore ed una inferiore, la prima delle quali, insieme alla lente dell'apparecchiatura, serve per la messa a fuoco della luce su una lastra fotografica, mentre la seconda collima il fascio luminoso su una cella analitica in modo che vi arrivi un raggio di luce a fasci paralleli. L'andamento della sedimentazione viene seguito mediante l'assorbimento nell'ultravioletto o mediante le variazioni dell'indice di rifrazione, utilizzando il sistema ottico Schlieren o il sistema interferometrico Rayleigh. Il sistema ottico Schlieren sfrutta il principio secondo cui la luce viene deviata quando passa attraverso una soluzione con zone a densità diversa e viene rifratta nel punto di demarcazione tra queste zone. Il sistema ottico registra variazioni dell'indice di rifrazione della soluzione e tali variazioni corrispondono a zone a diversa concentrazione. Nel caso di materiale che sedimenta in una cella analitica, si viene a formare una linea di confine tra il solvente, deprivato della componente particolata, e il resto della soluzione contenente il materiale che sedimenta. Il fronte che si forma si comporta come una lente di rifrazione, dando luogo alla formazione su un picco sulla lastra fotografica, usata come sistema di rivelazione. Misurando l'area del picco si può calcolare la concentrazione della particella. Man mano che la sedimentazione procede, l'insieme di particelle, e quindi il picco, si spostano, per cui la misura della velocità di spostamento del picco, costituisce la velocità alla quale il materiale sta sedimentando. Nel corso della sedimentazione l'altezza del picco diminuisce, mentre, a causa del fenomeno della diffusione del campione, la larghezza aumenta. Tuttavia, l'area del picco rimane costante. Il sistema ottico Schlieren fornisce una rappresentazione grafica dell'indice di rifrazione in funzione della distanza nella cella analitica che risulta molto utile per la localizzazione del fronte nelle misurazioni di velocità di sedimentazione. (Figura 4.4 - Rappresentazione schematica di una ultracentrifuga analitica)
 

Capitolo 5

CROMATOGRAFIA
 
 

La cromatografia è una tecnica di migrazione differenziata che permette la separazione e il recupero dei costituenti di una miscela di sostanze affini. La cromatografia può essere di tipo analitico o preparativo.

In ogni tecnica cromatografica devono essere identificabili due fasi immiscibili tra loro: una fase stazionaria, che può essere solida o liquida, e una fase mobile che può essere liquida o gassosa. La separazione delle molecole dipende dalle interazioni delle molecole stesse con la fase stazionaria e con la fase mobile; ciò significa che la natura delle due fasi è determinante nell'instaurare queste forze.

  conc. nel solvente A

Kd = ------------------------------

conc. nel solvente B
 
 

Wi(s) / V(s)

Kc = -------------------

Wi(m) / V(m)
 
 

Wi(s) : massa del campione nella fase stazionaria
V(s) : volume della fase stazionaria
Wi(m) : massa del campione nella fase mobile
V(m) : volume della fase mobile

I parametri cromatografici sono quattro: tempo di ritenzione; tempo morto; tempo netto di ritenzione; larghezza dei picchi.

Si chiama tempo di ritenzione t_R il tempo che intercorre dall'introduzione del campione all'apice del picco corrispondente.

Si indica con tempo morto t_m il tempo che impiega un componente non trattenuto o la fase mobile per arrivare al rivelatore.

Il tempo netto di ritenzione t_R' è dato dalla differenza tra tempo di ritenzione e tempo morto.

Vr = t_R x Fc
 

Fc dipende dalle dimensioni della colonna (altezza e larghezza) e dalle caratteristiche fisiche delle particelle (dimensioni, forma, porosità, viscosità della fase mobile).

Vr = V_m + Kd x V_s
 

      2 ( t_RB - t_RA )

Rs = -------------------

wA + wB
 
 

t_RA e t_RB sono i tempi di ritenzione per i composti A e B mentre wA e wB sono le larghezze alla base dei picchi A e B.

Si può dimostrare che quando Rs = 1,5 la separazione dei picchi è completa al 99,7%.

L'efficienza di un sistema cromatografico e in particolare di una colonna, si quantifica con il cosiddetto numero di piatti teorici N. In questo caso la cromatografia si rifà alle colonne di distillazione frazionata nelle quali maggiore è il numero di piatti di distillazione più efficace è la stessa. Il numero di piatti teorici si calcola considerando la larghezza del picco, in quanto più stretti sono i picchi, più efficiente è la colonna. Un piatto teorico è la più piccola zona adiacente all'interno della colonna in cui il soluto raggiunge un equilibrio tra fase mobile e stazionaria.

Il numero dei piatti teorici è in particolare dato da

N= 16 (t_R/w)² ovvero N= 5.54 (t_R/w _h )²
  in cui w è come si è detto la larghezza del picco alla base e considerando il picco come una gaussiana è uguale a 4 s e w_h è la larghezza del picco a metà della sua altezza . Il numero dei piatti può essere aumentato aumentando la lunghezza della colonna, ma il limite a questo approccio consiste nell'allargamento della base del picco per fenomeni di diffusione.

Un parametro molto importante è quello che si definisce come capacità di picco (n) e che equivale al numero massimo di picchi che possono essere separati da uno specifico sistema cromatografico. Tale numero è legato ai volumi di ritenzione del primo e dell'ultimo picco (V a e Vw) e al numero dei piatti teorici N.

n = 1+ (radice quadrata di N/16(lnVw/V a) )
 

  h = A + B/V + C x V
 
 

V: velocità di flusso

• A - è una costante che fornisce il limite minimo di h in base alla geometria della fase stazionaria (dimensioni e forma dei granuli);

A = 2 l dp

l: coefficiente di diffusione di Eddy

dp: diametro della particella

B= 2 g DM

g: fattore geometrico

DM: coefficiente di diffusione nella fase mobile

• C - resistenza al trasferimento di massa, questo fattore è proporzionale al la velocità di flusso

C= w dp&sup2; / DM

w: coefficiente di trasferimento di massa

Graficamente si può visualizzare la relazione tra flusso e altezza dei piatti teorici (Figura 5.1- Rappresentazione grafica dell'equazione di van Deemter ) e questa relazione sarà diversa per la separazione di soluti a basso o alto peso molecolare.

La bontà di uno specifico sistema cromatografico si giudica in base al grado di risoluzione ottenuto e dipende dai seguenti parametri:

-selettività a: è la capacità di un sistema cromatografico (fase stazionaria + fase mobile) di discriminare tra due composti strutturalmente correlati e si misura come rapporto tra i tempi di ritenzione;

-efficienza: è la misura degli effetti di diffusione che provoca allargamento dei picchi e la loro sovrapposizione;

-capacità: è la misura della quantità di materiale che può essere risolto senza sovrapposizione dei picchi.

Tecniche di cromatografia

Possiamo distinguere diversi metodi cromatografici:

• Cromatografia di adsorbimento;
• Cromatografia di ripartizione;
• Cromatografia a scambio ionico;
• Cromatografia ad esclusione;
• Cromatografia di affinità;
• Gascromatografia.

Consideriamole ora in dettaglio.

CROMATOGRAFIA A ESCLUSIONE ( o GEL-FILTRAZIONE)

Per la separazione di molecole in base alla loro forma e al loro peso molecolare vengono utilizzate le proprietà di setaccio molecolare che sono proprie di numerosi materiali porosi. I materiali più comunemente usati a questo scopo sono un gruppo di polimeri presenti sotto forma di un reticolo tridimensionale poroso che conferisce loro proprietà di gel. Per tale motivo si usa solitamente il termine di gel-filtrazione per descrivere la separazione di molecole di varia grandezza che utilizza questi materiali.

La cromatografia ad esclusione si fonda su un principio abbastanza semplice: una colonna di particelle di gel è in equilibrio con un solvente adatto alle molecole da separare. Le molecole più grandi, completamente escluse dai pori, passano attraverso gli spazi interstiziali, mentre le molecole più piccole si distribuiscono nel solvente presente sia all'interno sia all'esterno del setaccio molecolare e attraversano quindi la colonna a velocità più bassa. Per ciascun tipo di gel il coefficiente di distribuzione Kd (tra il solvente interno e quello esterno al gel) di un determinato soluto è funzione del peso molecolare del soluto stesso. Se la molecola del soluto è così grande da essere esclusa dal solvente interno al gel, Kd = 0. Se invece il soluto è abbastanza piccolo da essere liberamente permeabile alle particelle di gel, Kd = 1. Poichè in ogni gel esiste una certa variabilità della porosità delle particelle, per i soluti di grandezza intermedia esisterà una parte di solvente interno alle particelle di gel che sarà accessibile e una parte che non lo sarà e quindi Kd sarà compreso tra 0 e 1. E' proprio la variabilità di Kd tra questi due estremi che rende possibile, su ciascun tipo di gel, la separazione di soluti in un ristretto campo di pesi molecolari.

I gel usati comprendono destrani a legami crociati, legami ottenuti da reazione con epicloridrina (Sephadex), agarosio (Sepharose, Bio-Gel A, Savagac), poliacrilammide (Bio-Gel P), poliesteri, gel di silice, poliacrilomorfolina e polistireni.

La cromatografia a eslusione trova applicazioni in vari campi e viene utilizzata per vari scopi:

CROMATOGRAFIA A SCAMBIO IONICO

Il principio su cui si basa questo tipo di cromatografia è l'attrazione che si verifica tra molecole cariche di segno opposto. Molti materiali biologici, ad esempio amminoacidi e proteine, possiedono gruppi ionizzabili e il fatto che essi possano portare una carica netta positiva o negativa può essere utilizzato nella separazione di miscele che li contengano. La carica netta che questi composti presentano dipende dal loro pKa e dal pH della soluzione secondo l'equazione di Henderson-Hasselbalch.

Le separazioni a scambio ionico sono condotte in colonne impaccate con una resina scambiatrice di ioni. Esistono due tipi di resine: gli scambiatori anionici e gli scambiatori cationici. Questi ultimi possiedono gruppi carichi negativamente e attraggono, quindi, molecole cariche positivamente. Sono anche chiamati materiali acidi a scambio ionico, perchè le loro cariche negative risultano dalla ionizzazione di gruppi acidi. Gli scambiatori anionici possiedono invece gruppi carichi positivamente e attraggono pertanto molecole cariche negativamente. Sono anche chiamati materiali basici a scambio ionico, poichè le loro cariche positive risultano generalmente dall'associazione di protoni con gruppi basici.

A seconda del pH di ionizzazione della proteina si possono usare scambiatori forti o deboli; scambiatore forte è quella resina che è ionizzata a pH elevato, al contrario quella debole. Un proteina ionizzata a pH 10 richiede l'uso di uno scambiatore forte, mentre se una proteina è ionizzata a pH 6 basta uno scambiatore debole. Usare sempre e comunque uno scambiatore forte può essere svantaggioso, perchè è giusto utilizzare uno scambiatore che ha un pH di ionizzazione al quale la proteina è stabile.

Nella cromatografia a scambio ionico si possono distinguere cinque fasi:

Molti scambiatori ionici presenti sul mercato e usati con successo nella separazione di materiali biologici sono costituiti da polimeri di stirene e di divinilbenzene. Come alternativa alle resine polistireniche hanno avuto un largo impiego le cellulose modificate chimicamente: ad esempio la carbossimetilcellulosa (CM-cellulosa) e la DEAE-cellulosa. Analoghi ai derivati della cellulosa sono i derivati del destrano e dell'agarosio (Sephadex e Sepharose), usati in particolare nella separazione di proteine ad elevato peso molecolare e di acidi nucleici. Questi scambiatori sono strettamente correlati ai materiali impiegati nella cromatografia d'esclusione e presentano quindi limiti d'esclusione. Pertanto uniscono al processo di scambio ionico quello di filtrazione molecolare (sono infatti sotto forma di gel o di particelle sferiche con buone proprietà di flusso e di scambio) migliorando così la risoluzione complessiva.

Due nuove resine recentemente introdotte per la costituzione di matrici sono le resine a fibre cave e le resine tentacolari. Le fibre cave impiegate sono simili a quelle utilizzate nei biofermentatori, e la ripartizione avviene all'interno delle cavità. Gli scambiatori tentacolari sono resine in cui i gruppi scambiatori sono legati a bracci spaziatori a loro volta fissati su un supporto rigido. Queste bracci portanti i gruppi spaziatori si estroflettono nei pori della resina e permettono una limitata deformazione delle proteine. Quando una proteina si lega ad una normale fase stazionaria subisce una alterazione della sua struttura tridimensionale e questo può in casi estremi portare addirittura alla denaturazione della proteina. Gli scambiatori tentacolari si protendono nello spazio all'interno della colonna e permettono l'attacco della proteina senza che questa si deformi. Utilizzando queste nuove matrici si ha inoltre un aumento della capacità di flusso della colonna e il supporto stazionario è preservato da fenomeni di precipitazione e accumulo del materiale biologico.

Nella cromatografia a scambio ionico, solitamente si opera una eluizione in gradiente di pH e forza ionica.E' possilbile utilizzare gradienti continui o discontinui. Nei gradienti discontinui si utilizzano soluzioni eluenti a concentrazione crescente mentre nei gradienti continui si ha una continua e lineare variazione di concentrazione.

Un aspetto importante della cromatografia a scambio ionico è l'effetto Donnan; questo effetto è indice della repulsione elettrostatica tra ioni di segno uguale che si instaura all'interno della colonna e che determina una diminuzione di pH diversa nel volume interno della matrice dove avviene lo scambio rispetto al volume vuoto della colonna.

L'efficienza della cromatografia a scambio ionico non è strettamente legata al volume di campione applicato alla colonna come nella cromatografia ad esclusione e quindi possiamo caricare sulla colonna volumi anche elevati di campioni.

Questa tecnica cromatografica ha notevole importanza perchè permette di separare proteine che hanno una differenza di carica molto piccola (0.5 o poco più di punto isoelettrico).

Il cromatofocusing appartiene alla categoria della cromatografia a scambio ionico, e le proteine vengono eluite dalla colonna mediante un gradiente di pH decrescente. Il gradiente di pH viene ottenuto mediante la titolazione di una miscela di anfoline ( molecole poliamino-policarbossiliche). La colonna viene equilibrata con un tampone leggermente basico in cui gli scambiatori sono carichi positivamente e le proteine sono cariche negativamente; condizioni che pertanto fissano le proteine all'ingresso in colonna. La soluzione di anfoline viene titolata a pH acido, ad un livello di acidità quale quello che si vuole ottenere alla fine della corsa cromatografica nel tampone di uscita dalla colonna stessa. Il contatto delle anfoline con il pH in cui è inizialmente equilibrata la colonna crea un gradiente decrescente di pH che dopo una serie di volumi di colonna comporta l'equilibrazione completa della matrice. (Figura 5.3 - Un tipico pattern di eluizione di una miscela proteica (proteine plasmatiche).

Quando il pH del tampone del volume di scambio è uguale o leggermente inferiore all'isoelettrico le proteine perdono la carica netta o addirittura si caricano positivamenete e pertanto vengono respinte dallo scambiatore. Le proteine vengono eluite ad un pH leggermente più basso del loro isoelettrico e quindi, quando si raccolgono le frazioni eluite e se ne determinano i pH, bisogna considerare che il punto isolelettrico della proteina nella frazione è leggermente più acido. Il cromatofocusing è una tecnica che non richiede gradientatore.

Un limite di questa tecnica è rappresentato dal fatto che le anfoline sono rimosse con difficoltà dalle proteine eluite e talora non basta una dialisi o una gel filtrazione e possono interferire con una serie di indagini chimche e spettroscopiche. Nella nostra esperienza si è rivelata molto efficiente la precipitazione in soluzioni sature di ammonio solfato in cui le anfoline restano in soluzione mentre la maggior parte delle proteine precipitano.

La cromatografia a scambio ionico trova applicazioni nella preparazione delle varianti dell'emoglobina e nella separazione di proteine sottoposte a modificazioni post-traduzionali quali la glicosilazione o modificazioni chimiche quali la glicazione, l'ossidazione, la deamidazione etc.

CROMATOGRAFIA DI AFFINITA'

La purificazione tramite cromatografia d'affinità, a differenza degli altri tipi di cromatografia, dell'elettroforesi e della centrifugazione, non si basa sulle differenze nelle proprietà fisiche delle molecole da separare, ma sfrutta le interazioni altamente specifiche delle molecole biologiche. Pertanto la cromatografia d'affinità è in grado, almeno in teoria, di raggiungere una purificazione completa in una singola tappa, anche partendo da miscele complesse. Questa tecnica è stata sviluppata inizialmente per la purificazione degli enzimi ma, in seguito, è stata anche applicata ai nucleotidi, agli acidi nucleici, alle immunoglobuline, ai recettori di membrana e a cellule o frazioni di esse. Questa tecnica prevede che il composto da purificare si leghi reversibilmente ad un ligando specifico, immobilizzato su una matrice insolubile. Se, in condizioni sperimentali corrette, si introduce in una colonna contenente il ligando una miscela contenente il composto da purificare, solo quel composto si legherà alla colonna, mentre gli altri componenti si potranno rimuovere con un semplice lavaggio. Il componente interessato sarà poi recuperato rimuovendolo dal ligando con un'opportuna eluizione.

Questo metodo necessita di accurate conoscenze sulla struttura e sulla reattività della molecola da separare. Buone conoscenze su di essa permettono la scelta di un giusto ligando. Il ligando utilizzato, che di solito è legato ad un braccio spaziatore per rendere più accessibile il legame con la proteina, deve avere le seguenti caratteristiche:

Per attaccare il ligando alla matrice si fa un trattamento preliminare di quest'ultima con CNBr a pH 11. Le condizioni di reazione e il rapporto tra i reagenti determinano il numero di molecole di ligando che si legano ad ogni particella di matrice. In commercio sono disponibili polisaccaridi già attivati con CNBr quali, ad esempio, il Sepharose 4B e 6B; sono disponibili sul mercato anche il tiopropildestrano, il tiopropilagarosio e il tresile(2,2,2-trifluoroetansolfonil)destrano, che deriva da una reazione con divinilsulfone. E' possibile preparare un ligando che abbia una specificità assoluta o una selettività per un determinato gruppo chimico: ligandi gruppo-specifici utilizzati in cromatografia di affinità sono nucleotidi, avidina, eparina, proteine A e G, concanavalina A, poli(A) e Cibacron Blue F3G-A.

E' importante che siano evitate interazioni aspecifiche con altre proteine che non si assorbano alla colonna contemporaneamente a quella da purificare. Il legame tra matrice e ligando, o tra braccio spaziatore e ligando, deve essere un legame stabile, in modo da permettere il riutilizzo della colonna, e, al contrario, deve essere labile quello tra ligando e proteina.

Nella cromatografia di affinità solo una piccola porzione del ligando immobilizzato sembra essere orientato correttamente quando vengono utilizzati i bracci spaziatori. Soltanto 1-2% dei siti potenziali legano la proteina in modo corretto. Si possono considerare buone capacità quelle di 1-2 mg/cm&sup3;.

I primi tentativi di creare adsorbenti di affinità senza spaziatori sono falliti non tanto per l'impedimento sterico, ma in quanto si è dimostrato che le interazioni definite "aspecifiche" tra bracci spaziatori e molecola da purificare erano necessari.

Dal punto di vista termodinamico l'energia di legame su una colonna di affinità efficiente è di circa 35 kJ/mole. Il 50% di questa energia è legata alle interazioni aspecifiche.

La matrice ideale da utilizzare nella cromatografia di affinità deve possedere le seguenti caratteristiche:

In pratica si usano particelle uniformi, sferiche e rigide, solitamente costituite da derivati del destrano (Sephacryl S), dell'agarosio (Sepharose 4B e 6B, Bio-Gel A), gel di poliacrilammide (Bio-Gel P) e cellulosa.

La procedura per la cromatografia di affinità è del tutto simile a quella usata nelle altre cromatografie liquide. La colonna cromatografica viene impaccata con la matrice a cui è legato il ligando; quindi viene equilibrata con un tampone che favorisce il massimo di interazione con la macromolecola da purificare. Una volta applicato il campione, la colonna viene lavata con lo stesso tampone per allontanare i composti contaminanti legati aspecificamente, poi si opera una eluizione che può essere specifica o aspecifica. Quest'ultima avviene cambiando il pH o la forza ionica: una variazione di pH provoca una dissociazione dei gruppi del ligando o della macromolecola coinvolti nel loro attacco; una variazione della forza ionica, non necessariamente accompagnata da una di pH, provoca anch'essa un'attenuazione del legame tra proteina e ligando; solitamente si usa a questo scopo NaCl 1M o sali caotropici, o ancora guanidina e urea; si hanno però problemi di denaturazione della proteina. Anche la modificazione della temperatura provoca una eluizione aspecifica, in quanto la sua diminuzione tende a ridurre le interazioni idrofobiche. Nel caso di enzimi, l'eluizione specifica si ha per aggiunta di substrato o inibitori reversibili oppure per aggiunta di composti dotati di maggiore affinità per il ligando. La glicina in HCl a pH 2-3 è l'eluente di elezione ad esempio per rompere l'interazione antigene-anticorpo, in questo caso l'anticorpo viene denaturato reversibilmente. Un altro metodo di eluizione comporta l'aggiunta di ligando libero nel tampone di eluizione, ma questa soluzione può essere molto costosa e se il legame è piuttosto forte possono essere necessarie elevate concentrazioni di ligando libero. Il materiale così eluito conterrà anche gli agenti impiegati per l'eluizione che dovranno essere successivamente rimossi. I problemi più rilevanti derivanti da questo tipo di cromatografia riguardano la bassa capacità degli adsorbenti, il ruolo dei legami aspecifici, la scelta del gruppo chimico da legare (tra un ligando di maggiori dimensioni e uno di minori dimensioni è più opportuno scegliere quello di maggiori dimensioni) e la stabilità del legame ligando-matrice o ligando-braccio spaziatore, che è relativa e determina una progressiva perdita di ligando. A causa della bassa capacità del ligando, la quale è relativa al 5-10% del totale dei siti di legame, e dell'elevato costo, il metodo è da consigliare per purificare proteine che rappresentano una piccola percentuale delle proteine totali presenti in miscela.

LA CROMATOGRAFIA AD INTERAZIONE IDROFOBICA. Questo tipo di cromatografia viene considerata figlia della cromatografia di affinità e nasce dall'osservazione della formazione di legami "aspecifici" tra proteine e bracci spaziatori idrofobici delle colonne di affinità. Aree idrofobiche superficiali delle proteine possono infatti interagire con catene alifatiche e tale tipo di interazione può essere modulata dal livello di solvatazione delle proteine. Le aree idrofobiche di superficie delle proteine sono infatti ricoperte da molecole di H₂O, organizzate in cosidetti clatrati, che possono essere rimosse dall'azione di sali quali l'ammonio solfato (vedi tecniche di precipitazione delle proteine).

CROMATOGRAFIA LIQUIDA AD ALTA PRESSIONE

Tutte le forme di cromatografia discusse finora (cromatografia di affinità, ad esclusione e a scambio ionico) si affidavano ad una eluizione per gravità e con tali metodi si ottenevano quindi velocità di flusso relativamente basse, che favorivano il fenomeno dell'allargamento dei picchi nel cromatogramma. Con il progressivo sviluppo delle tecniche cromatografiche su colonna si è arrivati alla creazione di una nuova metodologia che ha preso il nome di HPLC, caratterizzata da una eluizione ad alte pressioni; l'applicazione di pressioni molto forti è stata resa possibile solo dopo la sintesi di particelle di piccole dimensioni capaci di sopportarle e la fabbricazione di sistemi di pompaggio capaci di fornire adeguate capacità di flusso. Questa nuova evoluzione tecnologica, che ha coinvolto la cromatografia di adsorbimento, di ripartizione, a scambio ionico, ad esclusione e di affinità, ha incrementato di molto il grado di risoluzione e la capacità di separazione di macromolecole.

Le colonne per HPLC sono generalmente di acciaio inossidabile e sono capaci di sopportare pressioni fino a 8.000 psi. Di solito si usano colonne lunghe 20-50 cm e con diametro di 1-4 mm, anche se attualmente sono disponibili colonne capillari di diametro inferiore. Le colonne presentano una rifinitura interna a specchio che consente una buona impaccatura e, alle estremità, setti perforati in acciaio inox o in teflon che servono a trattenere il materiale in esse contenuto.

I materiali impiegati per la costituzione della matrice sono di tre tipi:

La scelta della fase mobile dipende dal tipo di separazione da compiere. Le separazioni possono essere di tipo isocratico, ma molto più comuni sono quelle in gradiente. Il gradiente si effettua grazie ad un programmatore di gradiente, che nella maggior parte dei casi, impiega due pompe. Tutti i solventi usati per HPLC devono essere particolarmente puri, poichè anche tracce di contaminanti alterano le caratteristiche della colonna e interferiscono con il sistema di rivelazione, in particolare quando si misura l'assorbanza al di sotto dei 200 nm. E' sempre opportuno inserire, a monte della pompa, un microfiltro. E' inoltre molto importante che tutti i solventi siano degassati prima dell'uso, per evitare la formazione di bolle nelle pompe, soprattutto quando si impiegano miscele di etanolo o metanolo in acqua. La presenza di bolle d'aria nel sistema altererebbe infatti il potere di risoluzione della colonna e interferirebbe con la registrazione dell'effluente.

Il sistema di pompaggio è una delle parti più importanti in un apparato per HPLC. A causa del sottile diametro della colonna e delle dimensioni estremamente ridotte delle particelle della fase stazionaria, si ha un'elevatissima resistenza al flusso del solvente. Per questo motivo, se si vogliono ottenere velocità di flusso soddisfacenti, occorre esercitare un'elevata pressione.Principale caratteristica di un buon sistema di pompaggio è la capacità di erogare il solvente ad una pressione di almeno 5.000 psi, con un flusso continuo e non pulsante. Il flusso deve essere di almeno 10 cm&sup3;/min, ma può poter arrivare fino a 30 cm&sup3;/min. Ovviamente i materiali di costituzione della pompa dovranno essere resistenti ad ogni solvente. I sistemi di pompaggio in commercio si basano su principio della pressione costante o della portata costante.

Le pompe a pressione costante generano un flusso non pulsante, ma non compensano eventuali diminuzioni di permeabilità della colonna, che si traducono quindi in diminuzioni di flusso.

Le pompe a portata costante mantengono invece una velocità costante di flusso indipendentemente da variazioni di permeabilità della colonna.

Poichè la quantità di campione applicato alla colonna è molto piccola, è essenziale che sia elevata e stabile la sensibilità del sistema di rivelazione. Questo è di solito costituito da uno spettrofotometro a lunghezza d'onda variabile nel visibile e nell'UV, da un fluorimetro, da un misuratore dell'indice di rifrazione o da un rivelatore elettrochimico. Attualmente esistono apparati per HPLC connessi a spettrometri di massa.

CROMATOGRAFIA DI RIPARTIZIONE

La cromatografia di ripartizione è una tecnica che ha trovato larga applicazione nella separazione di farmaci, proteine, amminoacidi e peptidi. In questo tipo di cromatografia sia la fase stazionaria che quella mobile sono liquide e la separazione dei diversi composti avviene in base ai loro diversi coefficienti di distribuzione nelle due fasi. Solitamente la fase stazionaria è legata covalentemente ad una matrice di silice.

Esistono due tipi principali di cromatografia di ripartizione, che si differenziano per la relativa polarità della fase stazionaria e della fase mobile: la cromatografia di ripartizione in fase normale e la cromatografia di ripartizione in fase inversa.

Nel primo caso, la fase stazionaria è polare e la fase mobile è relativamente non polare; i diversi componenti di una miscela vengono quindi eluiti in ordine di polarità crescente. La fase stazionaria può essere costituita da una alchilammina legata alla silice.

Nel caso della cromatografia in fase inversa, la fase stazionaria è apolare, mentre quella mobile è relativamente polare. La fase stazionaria è costituita nella maggior parte dei casi, da gruppi alchilsilanici legati alla silice, quelli più utilizzati sono il butile (C4), ottile (C8) ed ottadecile (C18). L'eluizione viene condotta prevalentemente in gradiente, utilizzando inizialmente un solvente polare (H₂O o un tampone salino) che viene man mano sostituito con un solvente apolare (acetonitrile, metanolo, o propanolo); in questo modo i primi composti ad essere eluiti saranno quelli più polari e successivaìmente quelli meno polari.

Esempi di fasi stazionarie usate in cromatografia di ripartizione. L'octadecilsilano o ODS è un supporto pellicolare adatto per la separazione di aminoacidi, presente anche come supporto poroso usato per la separazione di farmaci, pesticidi e saccaridi; l'alchilammina è un supporto poroso indicato per la separazione di acidi grassi. Le resine pellicolari sono ottime, ma hanno una superficie di scambio molto ridotta che ne limita la capacità. Il diametro delle particelle interne alla colonna ha un ruolo determinante nella separazione in quanto, minore è il diametro di queste particelle, maggiore è la ripartizione.

Per la cromatografia in fase inversa, sono ora impiegate delle colonne particolari che vengono chiamate microbore. Queste colonne contengono particelle con diametro molto ridotto e hanno quindi un'ottima risoluzione. Sono colonne analitiche, con bassissimi tempi di eluizione (dell'ordine di 1,5-6 minuti), che permettono quindi una breve permanenza in colonna e ciò è un grande vantaggio quando si separano macromolecole che possono dare problemi di denaturazione. L'eluizione avviene in un volume molto piccolo, cioè in elevata concentrazione di molecole, e quindi la sensibilità dei rivelatori aumenta notevolmente.

Una particolare cromatografia in fase inversa è quella per accoppiamento ionico, che vale per miscele di composti polari come amminoacidi, peptidi e catecolamine e nella quale si necessita di uno ione nel solvente che annulli la carica del composto.

Un'altra cromatografia è quella per soppressione ionica, nella quale si induce una modificazione di pH tale da rendere neutra la carica delle molecole biologiche.

Capitolo 6

STUDIO DELLA STRUTTURA PRIMARIA DELLE PROTEINE
 
 

 Analisi della composizione amminoacidica delle proteine

La determinazione della composizione amminoacidica di una proteina permette di sapere da quanti e quali amminoacidi è formata quella proteina.

Gli attuali metodi a disposizione per questo tipo di analisi comportano tre passaggi fondamentali:

• Idrolisi della proteina con liberazione degli amminoacidi che la costituiscono.
• Separazione degli amminoacidi presenti nell'idrolizzato.
• Quantificazione dei diversi amminoacidi.
• Idrolisi.

L'idrolisi di una proteina può essere condotta in fase liquida o in fase gassosa.

Nel primo caso, la proteina viene ripresa in HCl 6N all'interno di una fiala in cui viene fatto il vuoto in atmosfera di azoto. La fiala viene quindi messa in stufa a 110&deg;C per un tempo variabile compreso tra 24-72 ore.

Nel caso in cui si voglia invece condurre l'idrolisi in fase gassosa, la proteina viene essicata in una fialetta che viene posta all'interno di una fiala più grande munita di un tappo a tre vie con il quale è possibile fare il vuoto in atmosfera di azoto. Sul fondo di questa provetta viene posto l'HCl 6N: l'acido quindi non viene a diretto contatto con il campione proteico che viene idrolizzato in vapori di HCl.

Nelle condizioni in cui viene condotta l'idrolisi delle proteine, tuttavia, alcuni amminoacidi come serina, treonina e tirosina vengono parzialmente distrutti. Mediamente si registra una perdita del 10% per la serina e una perdita del 5% per treonina e tirosina quando si effettua l'idrolisi per 24 h. Altri amminoacidi: la cisteina, la cistina, il triptofano, l'asparagina e la glutammina, vengono addirittura distrutti completamente. Per il dosaggio di questi amminoacidi occorre, quindi, utilizzare alcuni accorgimenti.

Serina, treonina e tirosina: si preparano tre campioni uguali di proteina su cui si opera l'idrolisi a tempi differenti: 24, 48 e 72 ore. Su ciascun campione si dosano questi tre amminoacidi, quindi si costruisce un grafico in cui si riportano in ascissa i diversi tempi di idrolisi ed in ordinata la corrispondente concentrazione di ciascun amminoacido. La retta che si ottiene viene estrapolata al tempo 0 per ottenere la concentrazione reale di ciascuno di questi amminoacidi.

Cisteina, cistina: vengono identificate come S-carbossimetilcisteina. Per poter fare questo tipo di dosaggio occorre ridurre e carbossimetilare la proteina prima di sottoporla ad idrolisi. Questo procedimento prevede dapprima il trattamento della proteina con un agente riducente (ditiotreitolo) in grado di ridurre i ponti disolfuro presenti nella proteina, e il successivo trattamento con ICH₂COOH, un reattivo capace di reagire con i residui di cisteina trasformandoli in S-carbossimetilcisteina.

  RCH₂SH + ICH₂COOH    ------>  RCH₂SCH₂COOH + HI

L'S-carbossimetilcisteina a differenza della cisteina e della cistina è resistente alle condizioni di idrolisi e può essere facilmente dosata.

In alternativa a questo metodo si può trattare il campione proteico con acido performico, che converte tutti i residui di cisteina e di cistina in acido cisteico.

Triptofano: si può condurre l'idrolisi non in HCl, ma in acido p toluen sulfonico 3M contenente lo 0.2% di triptamina.

Asparagina e Glutamina: in ambiente acido vengono deaminate e vengono quindi dosate insieme ai corrispondenti acidi (acido aspartico e acido glutammico).

Bisogna inoltre tener conto che vi sono alcuni legami peptidici che sono particolarmente resistenti all'idrolisi: è questo il caso di legami in cui sono interessati residui idrofobici (Ile-Val Val-Val etc). Questi legami non vengono completamente idrolizzati nelle 24 h, quindi per un dosaggio accurato degli amminoacidi idrofobici si può prolungare l'idrolisi per 48 o 72 h.

Per questo tipo di analisi ormai si utilizzano apparecchi completamente automatizzati che eseguono sia la separazione cromatografica degli amminoacidi sia la loro quantificazione.

Gli amminoacidi liberi presenti nell'idrolizzato devono essere derivatizzati con reagenti opportuni che ne permettano il riconoscimento. La derivatizzazione può essere condotta in due modi differenti:

a)  derivatizzazione post colonna
b)  derivatizzazione pre colonna
 

La derivatizzazione con l'OPA (che non reagisce con gli amminoacidi secondari) può essere associata alla derivatizzazione con il FMOC. I derivati possono essere rilevati a due diverse l utilizzando un diode-array come sistema di rivelazione. ( Figura 6.1 - Separazione in RP HPLC di amminoacidi derivatizzati con OPA )

Anche in questo caso esistono apparecchi che permettono la completa automatizzazione di tutta la procedura.
La determinazione del contenuto in amminoacidi di una proteina è importante per gli studi riguardanti le relazioni tra struttura e funzione delle proteine, tuttavia anche il dosaggio qualitativo e quantitativo degli amminoacidi presenti nei liquidi fisiologici riveste una notevole importanza sia dal punto di vista biochimico che clinico, in quanto può essere di aiuto nella diagnosi di alcuni tipi di malattie.

Esistono infatti numerosi stati patologici caratterizzati da un elevata concentrazione nelle urine o nel plasma di determinati amminoacidi.

La fenilchetonuria, ad esempio, è una malattia dovuta all'assenza o deficienza di fenilalanina idrossilasi, che catalizza le trasformazione della fenilalanina in tirosina. Conseguenza di questo difetto genetico è un forte aumento della fenilalanina e dei suoi derivati (acido fenilpiruvico ed acido fenillattico) nel plasma e nelle urine. La fenilchetonuria si manifesta clinicamente nelle prime settimane dopo la nascita e se non viene prontamente trattata con una dieta adeguata provoca gravi forme di ritardo mentale nel neonato. Il test standard per l'identificazione di pazienti affetti da questa malattia consiste nel dosaggio della fenilalanina nel sangue: una concentrazione superiore a 20 mg/100 ml è considerata un segno positivo di questa malattia.

La cistinuria è una malattia genetica dovuta ad un difetto del sistema di trasporto, a livello della membrana delle cellule epiteliali, della cisteina e degli amminoacidi basici, che di conseguenza vengono eliminati in grande quantità nelle urine.
 
 

Determinazione della struttura primaria di una proteina

La struttura primaria delle proteine può essere determinata utilizzando la degradazione di Edman. Questa tecnica permette di rimuovere ed identificare un residuo amminoacidico alla volta a partire dall'estremità N-terminale della proteina.

Il metodo di degradazione di Edman comporta il trattamento del polipeptide con fenilisotiocianato (PITC), un reattivo in grado di reagire con l'estremità N-terminale libera della catena polipeptidica formando un feniltiocarbammilderivato o PTC-derivato. La reazione avviene in condizioni di pH basico (circa pH 9). Quando il PTC-derivato viene trattato con un acido anidro, quale l'acido trifluoroacetico, il legame peptidico tra l'amminoacido N-terminale e il secondo amminoacido viene scisso liberando il derivato 2-anilino 5-tiazolinonico del residuo N-terminale e un polipeptide con un amminoacido in meno. Il derivato tiazolinonico, chimicamente instabile, viene separato dal polipeptide e convertito, mediante trattamento con un acido diluito, in un derivato più stabile: il feniltioidantoin-derivato (PTH-aminoacido), che viene identificato in RP-HPLC.

La rimanente catena polipeptidica, più corta di un residuo, viene nuovamente sottoposta ad un altro ciclo di degradazione di Edman ( Figura 6.2- Reazione di Edman).

Questa serie di reazioni viene eseguita automaticamente in apparecchi specifici, che prendono il nome di "sequenziatori automatici di proteine", in cui è possibile ottimizzare le condizioni delle singole fasi del processo degradativo e quindi riuscire ad identificare più di 60 residui della porzione N-terminale della proteina. L'identificazione degli amminoacidi rilasciati nei cicli successivi diventa problematica, a causa degli effetti cumulativi di reazioni incomplete e di reazioni secondarie del processo di degradazione. Questi apparecchi permettono di poter lavorare con quantità molto basse di proteina: nell'ordine di decine di pmoli.

Questi sequenziatori sono collegati on line con un HPLC dotato di una colonna in fase inversa, su cui vengono iniettati automaticamente i PTH ottenuti ad ogni ciclo di degradazione. Il riconoscimento a 269 nm e l'analisi quantitativa di ogni PTH avviene per confronto con PTH standard ( Figura 6.3 - Grafico di eluizione di PTH standard ). E'chiaro che il riconoscimento può avvenire senza problemi solo se è presente un solo PTH per ogni ciclo di degradazione di Edman.

Per poter determinare la struttura primaria di una proteina è quindi necessario che la proteina sia pura almeno per il 90%. Nel caso in cui la proteina sia costituita da subunità differenti è necessario, inoltre, separare le subunità e operare su ogni singola subunità.

Prima di sottoporre una proteina alla degrazione di Edman, solitamente, questa viene ridotta e carbossimetilata.

Questo trattamento permette di avere una proteina denaturata, in cui il residuo N-terminale è ben esposto, e di trasformare i residui di cisteina (che durante la degradazione di Edman vengono distrutti) in composti stabili e rilevabili come PTH derivati.

Quando si vuole determinare la struttura primaria completa di una proteina solitamente viene seguito il seguente protocollo:

1) Analisi sequenziale della porzione N-terminale della proteina carbossimetilata
2) Scissione della proteina in peptidi, mediante proteolisi chimiche o enzimatiche
3) Separazione dei peptidi ottenuti
4) Analisi degli amminoacidi di ciascun peptide
5) Analisi sequenziale di ciascun peptide
6) Allineamento dei peptidi
 

Analizziamo in dettaglio questi diversi punti.

1. Analisi sequenziale della porzione N-terminale della proteina carbossimetilata .

Sottoponendo la proteina completa alla degradazione di Edman si può ottenere la sequenza dei primi 60-70 residui amminoacidici. Tuttavia, da questo tipo di analisi non si ottiene nessun risultato nel caso di proteine con l'N-terminale bloccato. Molte proteine hanno, infatti, come amminoacido N-terminale un residuo di acido piroglutammico (derivante dalla ciclizzazione di un residuo di acido glutammico o di glutammina) o un amminoacido acetilato o formilato che non sono in grado di reagire con il fenilisotiocianato.

Nel primo caso, la proteina può essere trattata con un enzima: la piroglutammato ammino peptidasi, capace di scindere il legame peptidico tra il piroglutammato e il successivo amminoacido, viene quindi rilasciata una catena polipeptidica che inizia con il secondo amminoacido e che può essere sequenziata.

Nel caso di amminoacidi acetilati, invece, occorre prima frammentare la proteina, riconoscere il peptide corrispondente alla porzione N-terminale e trattarlo a caldo con un acido diluito.

2. Scissione della proteina in peptidi, mediante proteolisi chimiche o enzimatiche.

Dalla semplice analisi sequenziale della porzione N-terminale di una proteina, non è possibile determinarne la struttura completa, poiché solitamente le proteine hanno dimensioni maggiori di 60 amminoacidi. Occorre quindi frammentarle in peptidi più piccoli e completamente sequenziabili.

Questa procedura prevede la scissione dei legami peptidici in punti specifici utilizzando sia metodi chimici che enzimatici.

METODI ENZIMATICI

La scissione proteolitica di una proteina la si può ottenere incubando la proteina con un enzima proteolitico in un tampone opportuno. Il tempo, la temperatura della reazione e il rapporto enzima /proteina possono essere variati a seconda dell'enzima utilizzato e del pattern di frammentazione desiderato.

La reazione proteolitica viene poi bloccata acidificando il tampone di reazione o congelando la miscela di reazione o ancora aggiungendo degli inibitori delle proteasi.

Tripsina: è uno degli enzimi proteolitici maggiormente impiegati. E' molto specifica, scinde i legami peptidici all'estemità COOH terminale dei residui di Arginina e di Lisina; non è in grado di svolgere la propria attività catalitica nel caso in cui l'amminoacido che segue i residui di Arg o Lys sia una Prolina. Se si prolunga il tempo di reazione tra tripsina e la proteina, si possono avere anche scissioni anomale soprattutto all'estremità COOH terminale dei residui di Tirosina o di altri amminoacidi idrofobici. Queste scissioni sono attribuibili alla presenza di una attività chimotriptica contaminante. Proprio per evitare questo tipo di reazioni solitamente si utilizza tripsina trattata con TPCK (tosil-L-fenialalanina clorometil chetone). Il gruppo reattivo del TPCK è il clorometil chetone che alchila uno degli atomi di N dell'anello dell'His 57, che fa parte del sito attivo della chimotripsina, ed inibisce quindi l'attività catalitica di questo enzima.

Chimotripsina: non è estremamente specifica, scinde i legami peptidici in corrispondenza dell'estremità COOH terminale dei residui idrofobici, soprattutto: Phe, Trp, Tyr e Leu.

Proteasi Arg-specifica: è un enzima isolato dalla ghiandola sottomascellare di topo, scinde i legami peptidici in corrispondenza dell'estremità COOH terminale dei residui di Arginina.

Proteasi Lys-specifica: scinde i legami peptidici in corrispondenza dell'estremità COOH terminale dei residui di Lisina.

Proteasi da Staphylococcus aureus (V8 proteasi): in tampone ammonio carbonato, pH 8 , questo enzima scinde solo i legami Glu-X. La specificità dell'enzima può essere estesa anche ai residui di Asp, facendo avvenire la reazione proteolitica in tampone fosfato, pH 7.8.
Esistono anche altre proteasi, che sono meno specifiche di quelle appena descritte. Un esempio è la PEPSINA. La sensibilità dei legami peptidici all'azione di questo enzima varia da proteina a proteina. Presenta una maggiore specificità per i legami in cui intervengono dei residui di Phe e Leu, sebbene sia capace di idrolizzare anche molti altri legami. Agisce a pH acido.

METODI CHIMICI

Bromuro di cianogeno (CNBr): il metodo che prevede il trattamento della proteina con CNBr è uno dei metodi chimici che dà i migliori risultati ed è quindi uno dei più utilizzati. Questo reattivo permette di scindere la catena polipeptidica specificamente in corrispondenza dell'estremità COOH terminale dei residui di metionina. Normalmente una proteina contiene un numero molto limitato di residui di Metionina, quindi con il CNBr si ottengono di solito pochi frammenti, di dimensioni anche elevate. I peptidi che si ottengono presentano come amminoacido C-terminale un residuo di omoserina o di omoserina lattone. I legami Met-Ser e Met-Thr vengono scissi solo parzialmente.

Scissione ai residui di Triptofano: Vi sono diversi reattivi che possono scindere una proteina in corrispondenza del lato carbossilico dei residui di Trp, tuttavia molti di essi determinano anche modificazioni a carico di diversi amminoacidi, determinando quindi la formazione di prodotti che non sono poi riconoscibili durante l'analisi sequenziale. Uno dei reattivi migliori sembra essere l'acido o-iodosobenzoico, che tuttavia può scindere la proteina in corrispondenza anche di alcuni residui di Tirosina.

Scissione dei legami Asp-X: Questo tipo di scissione consiste in una idrolisi acida blanda della proteina. Il materiale proteico viene ripreso in HCl 13 mM, all'interno di una fiala che viene chiusa sotto vuoto e messa in stufa a 108&deg;C per 2 ore. Questo metodo può essere utilizzato in alternativa alla V8 proteasi, soprattutto per proteine poco solubili. L'efficienza della scissione varia in funzione dell'amminoacido che segue l'Asp. Ad esempio il legame Asp/Pro è senz'altro quello maggiormente sensibile a questo tipo di scissione. Più stabili a questo tipo di trattamento sembrano essere invece i legami peptidici in cui intervengono residui idrofobici come Leu o Val.
Con questo trattamento si ha lo svantaggio della deammidazione di residui di Asn e Gln quando questi rappresentano l'amminoacido C-terminale della proteina, inoltre i residui di Trp possono essere danneggiati.

Scissione dei legami Asn-Gly: questi due amminoacidi quando si trovano vicini, ciclizzano facilmente formando una succinimide sostituita che risulta particolarmente sensibile all'attacco nucleofilo dell'idrossilamina.

3. Separazione dei peptidi ottenuti.

La scelta del metodo di separazione dei peptidi, ottenuti dalla scissione di una proteina, dipende dal numero e dalle dimensioni dei peptidi. Si può scegliere una separazione a) cromatografica o b) elettroforetica.

I peptidi possono essere separati in HPLC o FPLC utilizzando un qualsiasi tipo di cromatografia, scelta i base alle caratteristiche chimico-fisiche dei peptidi: fase inversa, scambio ionico, gel filtrazione etc. ( Figura 6.4 - Grafico di separazione in RP HPLC di una miscela di peptidi triptici)

Nel caso si sia ottenuto un numero limitato di peptidi con dimensioni abbastanza elevate (in seguito ad esempio ad una digestione chimica o una digestione enzimatica controllata), questi possono essere separati anche mediante elettroforesi in SDS su gel di poliacrilammide. I peptidi separati possono essere poi recuperati mediante elettroeluizione o elettroblotting. I sequenziatori automatici sono infatti in grado di sequenziare anche un peptide trasferito su una membrana di nylon o di PVDF.

4. Analisi degli amminoacidi di ciascun peptide.

Una aliquota di ciascun peptide separato in cromatografia o in elettroforesi viene sottoposta ad analisi degli amminoacidi. Questo passaggio non è indispensabile, può fornire comunque alcuni dati molto utili:

5. Analisi sequenziale di ciascun peptide.

La sequenza di ciascun peptide purificato viene quindi determinata con il metodo di Edman.

6. Allineamento dei peptidi.

A questo punto si conosce la sequenza dei singoli peptidi della proteina, ma non il loro ordine: Le ulteriori informazioni si ottengono dall'allineamento dei peptidi. Si deve cioè sottoporre la proteina ad una digestione diversa in grado di produrre peptidi di dimensioni più elevate, che contengano nella loro sequenza più peptidi originati dalla prima digestione. Questi peptidi ottenuti dalla seconda digestione vengono anch'essi sequenziati e dovrebbero permettere di stabilire l'ordine di sequenza dei primi peptidi e quindi l'intera struttura della proteina.

Informazioni fornite dalla sequenza degli amminoacidi di una proteina.
 
 

La sequenza di una proteina può fornire diverse informazioni:

La determinazione della struttura primaria di una proteina costituita da qualche centinaio di amminoacidi è tuttavia abbastanza difficoltosa. Per questo motivo, ormai la sequenza di proteine molto grandi viene determinata utilizzando le tecniche di biologia molecolare per il sequenziamento del DNA; la sequenza della proteina viene quindi dedotta dalla sequenza del gene o del cDNA che codifica per quella specifica proteina. Queste sequenze non rivelano tuttavia le modificazioni posttraduzionali che la proteina ha subito. Per chiarire la natura di queste modificazioni, importanti per l'attività biologica di molte proteine, è necessaria l'analisi chimica delle proteine stesse. Quindi le tecniche per il sequenziamento del DNA e quelle per il sequenziamento delle proteine rappresentano due approcci complementari al chiarimento delle basi strutturali della funzione delle proteine.

Un'altra tecnica complementare alla degradazione di Edman per la determinazione della struttura primaria delle proteine è la spettrometria di massa. Questa tecnica permette di superare alcune limitazioni della degradazione di Edman. Può infatti essere utilizzata per sequenziare peptidi che presentano l'estremità N-terminale bloccata, o identificare eventuli modificazioni post-traduzionali, come la presenza di zuccheri o amminoacidi fosforilati etc.

DETERMINAZIONE DELL'AMMINOACIDO C-TERMINALE

L'amminoacido C-terminale di una proteina può essere determinato sia manualmente che automaticamente, in questo ultimo caso si possono utilizzare dei sequenziatori automatici di proteine in cui può essere eseguita sia la degradazione di Edman sia la reazione di degrazione per la porzione C-terminale. Uno di questi apparecchi utilizza una reazione che prevede l'utilizzazione di fosfo-difenilisotiocianato in piridina.

La caratterizzazione della porzione C-terminale di una proteina risulta tuttavia molto difficoltosa, poiché le reazioni utilizzate non sono efficaci come la degradazione di Edman. Infatti anche con i sequenziatori automatici è possibile identificare solo 4-5 amminoacidi della porzione carbossi terminale.

I metodi manuali prevedono l'utilizzazione di carbossipeptidasi, enzimi che sono in grado di rimuovere gli amminoacidi, un residuo alla volta, dalla porzione C-terminale della catena polipeptidica.

Sono state caratterizzati 3 tipi diversi di carbossipeptidasi, che si differenziano per la specificità nei confronti dei diversi amminoacidi:

Procedimento pratico: Si incuba la proteina denaturata con una carbossipeptidasi, utilizzando un tampone e un rapporto enzima/proteina opportuno. Si preleva una piccola aliquota del campione al tempo 0 (cioè subito dopo l'aggiunta dell'enzima). Il campione prelevato viene trattato con acido tricloroacetico, in maniera tale da denaturare irreversibilmente l'enzima e far precipitare la proteina, viene quindi centrifugato: nel surnatante rimane l'amminoacido liberato dall'azione dell'enzima. Si fanno prelievi a tempi diversi, sottoponendoli tutti allo stesso trattamento. I surnatanti vengono poi analizzati con un analizzatore di amminoacidi. Nei diversi prelievi si deve registrare un aumento nel tempo della concentrazione dell'amminoacido C-terminale e la comparsa progressiva di altri amminoacidi che a loro volta sono diventati l'amminoacido C-terminale in seguito all'azione dell'enzima.

Proteolisi limitata

Una digestione controllata di una proteina mediate particolari proteasi è stata utilizzata frequentemente per la caratterizzazione di aspetti funzionali e strutturali di domini proteici.

La proteina viene esposta ad una proteasi a vari tempi di incubazione; l'incubazione viene interrotta con inibitori specifici della stessa proteasi o modificando il tampone in modo che risulti incompatibile con l'attività idrolitica dell'enzima. Il prodotto della reazione proteolitica viene separato cromatograficamente e si determinano caratteristiche strutturali e funzionali dei vari frammenti ottenuti dalla digestione. In questo modo si può determinare il dominio proteico in cui è presente un sito attivo o un dominio target per un'attivazione enzimatica di tipo allosterico.

La proteolisi limitata può essere utilizzata in studi in cui si studia cinetica di refolding di proteine e si tenta di stabilire il ruolo di alcuni domini proteici nel guidare il raggiungimento di un folding produttivo. Si riporta un breve riassunto di un brillante lavoro svolto in quest'ottica dal gruppo del Prof. Jaenike sulla lattico deidrogenasi. Questo gruppo di ricercatori ha cercato di determinare quale dominio proteico del monomero della lattico deidrogenasi è importante nella formazione del tetramero che catalizza la riduzione del piruvato a lattato con ossidazione di NADH a NAD.

La scelta della proteasi da usare in questo tipo di lavoro deve soddisfare 3 criteri:

La lattico deidrogenasi tetramerica veniva denaturata a pH acido e sottoposta a una procedura di refolding in tampone basico. Il refolding veniva condotto in due condizioni: 1. In presenza per qualche minuto della proteasi termolisina o 2. In assenza di proteasi.

Quando la termolisina era presente, anche se per un tempo limitato, la lattico deidrogenasi non era in grado di recuperare l'attività enzimatica ma si ricostituiva in uno stato che dal punto di vista funzionale le garantiva soltanto la capacità di legare il NAD ma non il piruvato. Da un punto di vista strutturale la proteina recuperava una struttura dimerica e non tetramerica e l'analisi della sequenza aminoacidica N-terminale dimostrava la rimozione di 10-11 aminoacidi N-terminali.

Il refolding in assenza di termolisina garantiva un recupero completo di un tetramero completamente attivo.

Capitolo 7

TECNICHE ELETTROFORETICHE
 
 

L'elettroforesi è una tecnica che consiste nella migrazione differenziata in un campo elettrico, di molecole elettricamente cariche. Molte molecole di interesse biologico, come gli amminoacidi, i peptidi, le proteine, i nucleotidi e gli acidi nucleici, possiedono gruppi ionizzabili e possono esistere in soluzione come specie elettricamente cariche, sia come cationi, sia come anioni. Anche composti tipicamente non ionici, come i carboidrati, possono assumere una carica se trasformati chimicamente oppure se sono strutturati in polimeri complessi quali i glicosamminoglicani.
L'apparecchiatura per l'elettroforesi è composta, fondamentalmente, da due parti: un alimentatore ed una cella elettroforetica (Figura 7.1 - Schema di una cella elettroforetica). L'alimentatore fornisce un flusso di corrente continua agli elettrodi applicati alla cella elettroforetica e pertanto i cationi migrano verso il catodo e gli anioni verso l'anodo ad una velocità che dipende dall'equilibrio che si instaura tra le forze di spinta del campo elettrico e le forze frenanti esistenti tra ioni e mezzo circostante.
L'elettroforesi viene solitamente condotta su un supporto inerte ed omogeneo, il campione viene sciolto in un opportuno tampone, col quale, inoltre, viene saturato l'eventuale supporto in modo da consentire la conduzione della corrente.

Come abbiamo accennato esistono diverse forze che concorrono nella migrazione; queste vengono indicate come F1 e F2 e sono rispettivamente la forza di spinta e la forza frenante.

  F1 = Q X

Q: carica elettrica di proteine, amminoacidi (espressa in Coulomb)
X: gradiente di potenziale  equivalente a:      V/d
in cui
V= differenza di potenziale tra gli elettrododi
d=distanza tra gli elettrodi

F2 = 6 phr dX/dt
in cui 6phr è data dalla legge di Stokes e dX/dt è la derivata del gradiente di potenziale rispetto al tempo ed indica la velocità di migrazione o velocità elettroforetica espressa in cm/sec.

  F1 = F2            QX=6 phr dX/dt

  dX/dt = QX/6 phr
 
 

da cui si deduce che la velocità elettroforetica è direttamente proporzionale alla carica della particella e al campo elettrico applicato e inversamente proporzionale alla viscosità e alle dimensioni della particella, quindi nel caso di particelle aventi la stessa carica, migrerà più velocemente la particella di raggio minore.

Nel caso di un gradiente di potenziale unitario, la velocità di migrazione prende il nome di mobilità elettroforetica ( m), la quale può essere espressa con una formula più generale, in cui si tiene conto anche di fattori inerenti il mezzo in cui si trova la particella carica:

D= costante dielettrica
T= temperatura
k= costante di Boltzman
e= carica
N=numero di Avogadro
u=forza ionica.

La forza ionica è un importantissimo parametro , infatti se si aumenta la forza ionica o la concentrazione del tampone aumenta anche la forza elettromotrice che scorre nella cella e di conseguenza dovrebbe anche aumentare la velocità di migrazione. Sorprendentemente il campione migra meno e questo avviene perchè, concentrando il tampone, si crea una competizione tra gli ioni del campione e quelli del tampone.
La temperatura è un altro parametro molto importante in quanto aumentando la temperatura, diminuisce la viscosità e quindi la velocità di migrazione aumenta. L'aumento della temperatura fa però evaporare la soluzione tampone, con una conseguente concentrazione degli ioni e un rallentamento della velocità di migrazione. La temperatura si può innalzare per vari motivi, tra cui la resistenza che si sviluppa durante la migrazione e quindi ogni sistema elettroforetico deve essere dotato di un buon sistema di termostatazione che mantenga costante la temperatura.
Durante la corsa elettroforetica si può assistere all'insorgenza di un fenomeno chiamato elettro-endosmosi che è la conseguenza di una differenza di carica tra le molecole di acqua del tampone e la superficie del mezzo di supporto. Ciò genera una forza motrice che provoca il movimento verso il catodo degli ioni ossonio del tampone che, per un effetto di trascinamento del solvente,  portano con sè anche molecole prive di carica. Questo fenomeno accelera il movimento dei cationi e ritarda quello degli anioni essendo contrario alla loro migrazione. L'elettro-endosmosi può essere facilmente valutata impiegando molecole neutre che rendono l'immagine di questi flussi indipendenti dalla carica. L'effetto elettro-endosmotico può essere vantaggioso o dannoso. E' vantaggioso nell'elettroforesi capillare in quanto permette di rivelare molecole cariche negativamente e molecole neutre, mentre è dannoso nell'isoelettrofocusing in quanto le molecole devono interrompere la migrazione al raggiungimento dell'isoelettrico.

Supporti usati in elettroforesi

Carta. La carta cromatografica può essere usata per l'elettroforesi senza alcun trattamento preliminare. Con questo supporto si verifica sempre un certo adsorbimento che può essere attenuato con l'impiego di tamponi a pH più elevato del punto isoelettrico del campione; inoltre con la carta si verifica sempre un certo effetto elettro-endosmotico.

Acetato di cellulosa. In commercio sono disponibili striscie sottili e uniformi di acetato di cellulosa a elevata purezza e dotate di una struttura microporosa e omogenea con le quali si osserva un adsorbimento molto scarso, anche lavorando con macromolecole. L'acetato di cellulosa è pertanto un mezzo ottimale per la separazione di composti marcati e per l'applicazione di microtecniche, quali l'immunodiffusione e l'immunoelettroforesi, mentre non è adatto a scopi preparativi. Inoltre l'acetato di cellulosa è meno idrofilo della carta, assorbe meno tampone e dà, quindi, migliori risoluzioni in un tempo minore. Un'altra conseguenza del minor contenuto di tampone delle striscie di acetato di cellulosa è che, a un dato valore di amperaggio e di voltaggio costante, si verifica una maggiore produzione di calore. Occorre quindi prestare molta attenzione per prevenire l'essicamento delle striscie, soprattutto ad alto voltaggio. La striscia di acetato di cellulosa, dopo la corsa e la colorazione, può essere resa trasparente mediante trattamento con solventi diafanizzanti che permettono un'analisi densitometrica delle bande e da cui si ottengono analisi quantitative delle proteine separate.  Questo supporto ha trovato applicazione in chimica clinica per la separazione delle proteine ematiche, delle glicoproteine, delle lipoproteine e delle emoglobine.

Agar. L'agar è una miscela poco costosa, non tossica e chimicamente mal definita di due polimeri derivati dal galattosio: l'agarosio e l'agaropectina. Sottoforma di gel all'1% l'agar presenta un elevato contenuto d'acqua, una buona struttura fibrosa, un diametro dei pori elevato ed una bassa resistenza frizionale. Di conseguenza, durante l'elettroforesi, il movimento degli ioni è molto rapido e favorisce la separazione delle macromolecole. L'agar presenta lo svantaggio di una elevatissima elettro-endosmosi, dovuta al fatto che alcuni residui zuccherini, presenti nella sua struttura,  possono essere sostituiti con gruppi carbossilici, metossilici o soprattutto solfato. In commercio sono presenti, infatti, diversi tipi di agaroso che si differenzaino per il grado di purezza, che non è altro che un indice della concentrazione di gruppi solfato presenti nella preparazione. I gel d'agar si prestano molto bene alla colorazione dopo la corsa e la loro scarsa resistenza alla diffusione delle proteine anche di alto peso molecolare li rende un ottimo supporto per la identificazione delle proteine con metodi immunochimici. I gel di agarosio a bassa endosmosi sono usati anche per la separazione di acidi nucleici e frammenti di DNA; in questo caso la migrazione differenziale è funzione semplicemente del numero di basi di cui sono composti gli acidi nucleici da separare.

Poliacrilammide. I gel di poliacrilammide vengono preparati al momento dell'uso facendo copolimerizzare acrilamide con metilen-bisacrilammide, un agente in grado di stabilire legami crociati, in presenza di una catalizzatore come il persolfato di ammonio allo 0,1-0,3% e un iniziatore come il TEMED. E' una tipica polimerizzazione radicalica ed è necessario degasare le soluzioni prima che queste siano impiegate.

Schema del meccanismo di polimerizzazione dell'acrilammide
Il TEMED, N-tetrametilendiamina, catalizza la decomposizione dello ione persolfato con formazione del radicale libero:

  S₂O₈^2- + 1e^- ----->   SO₄^2-  + SO₄ ^.

SO₄^. rappresenta la specie efficace (R^. ) nella catalisi di polimerizzazione con persolfato
Il radicale libero R^. trasferisce l'elettrone spaiato sulla catena nascente di acrilammide che funge da radicale libero essa stessa
 R^.+M ---> RM ^.           RM^.+M----> RMM ^.          RMM ^.+M----->RMMM^.

 (Figura 7.2 - Struttura di monomeri e polimeri di acrilammide)

La porosità del gel dipende dalla concentrazione di acrilammide e di metilenbisacrilammide utilizzata nella preparazione del gel. Ogni gel viene, infatti, definito in base alla Densità (T)

T= (a+b/ml)100
a e b =  gr di acrilammide e metilenbisacrilammide, rispettivamente
ml=volume del tampone usato per preparare il gel

La porosità dei gel di poliacrilamide è altamente riproducibile e la loro porosità può essere esattamente prevista e scelta per separare molecole aventi carica simile, ma diversa grandezza e forma. Si usano quindi, in particolare, per la risoluzione di miscele di proteine. Altre caratteristiche di questi gel sono la trascurabile tendenza all'adsorbimento e l'assenza di elettro-endosmosi.
I gel di poliacrilamide permettono lo studio delle proteine sia in condizioni native che denaturanti.

Tecniche elettroforetiche
Le tecniche elettroforetiche sono di diversi tipi a seconda del supporto utilizzato, della cella elettroforetica, di composti particolari aggiunti al supporto, degli agenti usati nel rilevamento del materiale sottoposto ad elettroforesi etc...

Elettroforesi zonale Nell'elettroforesi zonale il supporto è costituito generalmente da striscie di acetato di cellulosa o da gel d'agarosio. E' una tecnica molto impiegata nella separazione delle proteine del siero.
Il siero costituisce la parte liquida del sangue, privato delle cellule e del fibrinogeno. Le proteine poste in esso sono molte e danno un tracciato elettroforetico tipico in quanto si dispongono in zone a loro caratteristiche. La modalità dell'elettroforesi zonale prevede il mantenimento della proteina in uno stato nativo .
Il gel d'agarosio rappresenta un ottimo metodo per la separazione delle proteine plasmatiche perchè offre una buonissima risoluzione della regione gamma e pertanto è particolarmente indicato per lo studio delle gammapatie monoclonali. Per la preparazione di questo gel, si impiegano agarosio a media endosmosi, tampone barbital (75 mM dietilbarbiturato pH 8,6 e 2mM Ca lattato) e fogli di Gel Bond. Si prepara una soluzione allo 0,8% di agarosio in tampone barbital. La soluzione viene fatta bollire sotto agitazione per circa 1 min e questo permette una completa solubilizzazione dell'agar. La soluzione viene fatta raffreddare a 65&deg;C e versata in uno stampo sul cui fondo viene posto un foglio di Gel Bond. Lo spessore del gel deve essere di 1 mm. Dopo almeno 1 h lo stampo può essere smontato e il gel viene posto in una camera umida a temperatura ambiente. Il gel si trova nelle condizioni migliori di utilizzo dopo 12 h. L'applicazione del campione avviene attraverso l'impiego di apposite mascherine che permettono la deposizione in fessure di 5-10 mm di 1-10 m l di campione; il campione viene fatto assorbire nel gel prima dell'applicazione della corrente. I campioni, prima di essere inseriti, vengono diluiti 1:2 con un soluzione di tampone barbital contenente lo 0,1% di blu di bromofenolo, che consente di seguire la mobilità dell'albumina. L'elettroforesi viene eseguita applicando un voltaggio di 20 V/cm e viene interrotta quando il blu di bromofenolo ha raggiunto il margine anodico del gel, il che corrisponde ad una migrazione dell'albumina di circa 7 cm. Il gel si fissa ponendolo per 30 min. in una soluzione all 80% di acido picrico e al 20% di acido acetico. Dopo essere stato pressato per 20 min con carta Whatman n&deg; 1, il gel viene asciugato con un ventilatore ad aria calda per 10 min e può essere colorato con il colorante desiderato. Il colorante più utilizzato nell'analisi delle proteine del siero è il Coomassie Blue. Il gel viene lasciato per 10 min nel colorante e poi decolorato; il decolorante è costituito per il 45% da metanolo, per il 45% da acqua e per il 10% da acido acetico. Dopo la decolorazione il gel viene asciugato con un ventilatore ad aria calda e può essere ora conservato.

CONSIDERAZIONI SULLE PRINCIPALI PROTEINE DEL SIERO UMANO ANALIZZABILI MEDIANTE ELETTROFORESI

(Link per dati sulle strutture terziarie)
La prima traccia, non sempre ben visibile, è quella della prealbumina o transtiretina (PDB code 1ETA ), una proteina sintetizzata nel fegato costituita da 4 monomeri che presenta un canale centrale all'interno del quale si accumulano due molecole di tiroxina. La transtiretina (TTR) fornisce, con il suo dosaggio, dati costantemente aggiornati sull'attività protidosintetica del fegato. Viene infatti sintetizzata a livello epatico ed ha una emivita molto breve, di circa 12 ore. La proteina circola in un complesso 1:1 con la proteina legante il retinolo (PDB code 1RLB ) che è un monomero di dimensioni minori, pari a circa 20 kDa, che se non circolasse legata alla TTR verrebbe facilmente perduta a livello della filtrazione renale.
La seconda banda, molto marcata, è quella dell' albumina (PDB code  1AO6). L'albumina ha un peso molecolare di 66 kD e un punto isoelettrico compreso tra 4.5 e 5. E' sintetizzata nel fegato e la velocità di sintesi è direttamente legata all'apporto proteico della dieta e controllata attraverso un feed-back negativo della sua concentrazione plasmatica. La funzione principale dell'albumina è il mantenimento della pressione oncotica (mantiene l'acqua nel letto vascolare) e il trasporto e lo stoccaggio di una grande quantità di sostanze idrofobe (bilirubina, acidi grassi liberi), di ormoni (tiroxina, triidotironina, aldosterone e cortisolo), di farmaci (tetraciclina e cefalosporina) e di elettroliti (calcio). Esistono più di 20 varietà genetiche dell'albumina, non associate ad alcuna patologia, caratterizzate da un diverso punto isoelettrico, che vengono riconosciute per lo sdoppiamento della banda elettroforetica.
La terza banda è principalmente creata dall' a 1-antitripsina (PDB code 1KCT), una glicoproteina di 52 kD che svolge una potente attività antiproteasica contro l'elastasi, la tripsina, la chimotripsina e la plasmina. Forma con queste proteasi degli stabili complessi equimolecolari ad alta affinità e così maschera il loro sito attivo. Aumenta negli stati infiammatori e in condizioni di iperestrogenemia. Fisiologicamente, la principale funzione dell' a 1-antitripsina è quella di inibire l'elastasi prodotta dai neutrofili. Vi sono più di 30 varietà genetiche di a1-antitripsina che vengono identificate attraverso l'isoelettrofocusing.
Esistono varianti genetiche della a1-antitripsina che non sono patologiche, mentre altre lo sono anche in modo grave. I soggetti omozigoti per a1-antitripsina di tipo Z hanno solo il 20% della proteina del soggetto normale ed inoltre la proteina ha una funzionalità ridotta del 50%. Sono soggetti con elevato rischio di sviluppare un enfisema nella vita adulta ed epatopatie gravi già nella vita neonatale. La malattia polmonare è sicuramente dovuta all'incapacità della a1-antitripsina di bloccare l'elastasi, la proteasi con il compito di distruggere l'elastina che conferisce elasticità ai polmoni, mentre la malattia epatica è dovuta all'accumulo negli epatociti di a1-antitripsina. I soggetti omozigoti per l'a1-antitripsina di tipo S producono invece una quota non normale ma sufficiente di a1-antitripsina, atta a bloccare l'elastasi. I soggetti che incontrano patologie più gravi sono quelli eterozigoti Z-S o S-Null (per Null si intende una modificazione genetica che non produce a1-antitripsina) che hanno un elevato rischio di enfisema. Una variante genetica dell' a-1-antitripsina comporta l' incapacità di questa di raggiungere il folding; la proteina precipita nel citosol come aggregati fibrosi e non viene così secreta. Questo fenomeno avviene a livello fetale.
La quarta zona, è la zona di appartenenza della a2-macroglobulina, una proteina di 720 kD. La sua funzione biologica non è completamente nota, ma è in grado di legare ed inibire numerose proteasi del siero quali la plasmina, la trombina e la tripsina. E' una proteina molto labile che è in grado di trasportare vari ormoni e metalli come lo zinco e il nichel. Aumenta significativamente nella sindrome nefrosica.
La quinta zona identificabile in un normale tracciato è quella della aptoglobina , che è una molecola complessa costituita da due catene alfa e da due catene beta tenute insieme da ponti disolfuro. Ci sono 3 principali varianti fenotipiche che riflettono delle differenze nelle catene alfa, e che possono essere identificate mediante elettroforesi, ma che non hanno nessuna importanza clinica. La proteina aumenta negli stati infiammatori e fisiologicamente il suo compito è quello di legare l'emoglobina plasmatica (A, F, S e C). I complessi aptoglobina-emoglobina vengono rimossi dal plasma in pochi minuti ad opera del sistema reticolo-endoteliale, dove i suoi componenti vengono metabolizzati in aminoacidi e ferro. L'aptoglobina pertanto, previene la perdita di emoglobina nelle urine e recupera il ferro; non è però in grado di legare la metemoglobina, l'eme o forme di emoglobina anomala. In un episodio acuto di emolisi intravascolare, l'aptoglobina totale circolante è in grado di legare circa 3 g di emoglobina. L'aptoglobina aumenta negli stati di flogosi, nei casi di estese ustioni e nella sindrome nefrosica. Complessata, non si rivela nel tracciato elettroforetico.
La transferrina (PDB code 1A8E) si evidenzia nella sesta banda ed è la principale proteina plasmatica di trasporto del ferro. E' in grado di legare reversibilmente il ferro, il rame, lo zinco, il cobalto e il calcio, anche se solo il trasporto del ferro, e in misura minore quello del rame, sembrano avere un ruolo fisiologico. Una molecola di transferrina è in grado di legare due ioni di ferro trivalente e un anione che generalmente in vivo è il bicarbonato; il legame al ferro è un legame forte a pH basico che si indebolisce con l'acidificazione. La proteina è sintetizzata principalmente dal fegato e in misura minore dal sistema reticolo-endoteliale e da ghiandole endocrine come il testicolo e le ovaie. Il ferro rilasciato dal catabolismo dell'emoglobina e quello assorbito a livello intestinale si lega alla transferrina e da questo viene trasportato sia al sistema reticolo-endoteliale che alle cellule che sintetizzano proteine contenenti ferro come l'emoglobina, la mioglobina e i citocromi . Il controllo dell'ingresso del ferro nella cellula è controllato in gran parte dalla concentrazione di recettori per la transferrina sulla membrana plasmatica. Questo recettore è costituito da un dimero legato con ponte disolfuro di una catena polipeptidica di circa 90 kDa che per 2/3 si trova nella zoma extracellulare. Ogni recettore può legare 2 molecole di transferrina e quindi può incorporare 4 atomi di ferro Fe3+. L'internalizzazione del complesso recettore avviene attraverso la formazione di una vescicola (clatrina) in cui a seguito dell'attivazione di una pompa protonica avviene l'acidificazione dell'ambinete interno fino a un pH <5. PH che determina il rilascio del ferro e la riesposizione del recettore sulla membrana plasmatica. Il ferro intracellulare viene legato dalla ferritina (molecola di immagazzinamento del ferro intracellulare) (PDB ). Il ferro intracellulare in parte si lega a due proteine di recente caratterizzazione denominate "iron regulatory proteins" (IRP I e II). IRP I in particolare è identica all'aconitasi, la proteina ferro-zolfo che catalizza la conversione del citarto in isocitrato nel ciclo di Krebs( aconitasi)( struttura 3D e centro ferro zolfo). La funzione di IRPI nel citoplasma è quella di legarsi a particolari regioni del RNA messaggero del recettore della transferrina e della ferritina (sequenze IRE - iron responsive elements). Quando IRP non lega il ferro (bassa conc. intracitoplasmatica) la proteina si lega al messaggero e lo stabilizza aumentando l'efficienza di traduzione, quando IRP lega il ferro non stabilizza il messaggero. Il contrario avviene sul messaggero della ferritina che viene stabilizzato da IRP legante Fe. Il comportamento dell'aconitasi è di grande interesse perche una stessa proteina svolge funzioni estremamente diverse e molto sofisticate in due compartimenti cellulari diversi (mitocondrio o citoplasma)

Il dosaggio della transferrina è utile nella diagnostica differenziale delle anemie e la sua concentrazione aumenta in condizioni di iposideremia, in gravidanza e nelle fasi precoci delle epatiti acute. Cause di ridotta concentrazione plasmatica sono l'epatopatia per ridotta sintesi proteica e l'enteropatia protido-disperdente dove c'è una grande perdita di proteina. Non sono descritti casi di mutazioni aminoacidiche della transferrina in grado di impedire il suo legame con il ferro. Una elettroforesi bidimensionale serve a determinare il grado di saturazione della transferrina; la prima corsa è in isoelettrofocusing in urea 8M nel range di pH 5-7 mentre la seconda corsa avviene in elettroforesi su agarosio in presenza di anticorpi anti-transferrina.

La banda successiva a quella della transferrina riguarda le proteine del complemento. Il complemento è un complesso sistema con diverse attività biologiche che vanno dalla mediazione di una reazione infiammatoria acuta alla distruzione di batteri, virus e cellule estranee. I costituenti delle proteine del complemento sono circa 20 proteine con peso molecolare che varia da 25 a 500 kD e che hanno mobilità elettroforetica beta-gamma. Vi sono due paralleli, ma differenti meccanismi di attivazione che portano all'effetto biologico finale e che sono indicati come via classica e via alternativa. Entrambi convergono sul punto centrale, che è caratterizzato dalla conversione di C3 a C5.
L'attivazione della via classica è innescata da complessi IgG (IgG1-IgG2-IgG3) o IgM +antigene o da complessi proteina C reattiva + antigene. Associandosi all' antigene cellulare, l'anticorpo espone un sito di legame nella regione Fc al complemento e si forma un legame tra l'anticorpo e la proteina C1 del complemento che è costituita da tre diverse proteine: C1q, C1r e C1s. Le proteine C1r e C1s subiscono un cambiamento conformazionale e diventano enzimi attivi associati all'immunoglobulina sulla superficie cellulare. Il complesso C1 attivato (C1a) idrolizza cataliticamente un legame peptidico nelle proteine del complemento C2 e C4, le quali vanno a formare un complesso che va a sua volta ad associarsi alla superficie cellulare. Il neocomplesso  attivato C4b-C2a ha attività proteolitica e idrolizza un legame peptidico nella proteina del complesso C3 (PDB code 1C3D ). La proteina C3 attivata si lega alla superficie cellulare e il complesso C4b-C2a-C3b attiva a sua volta la proteina C5. La proteina C5 attivata (C5b) si andrà ad associare alle proteine C6, C7,C8 e sei molecole della proteina C9. Questo complesso multiproteico si lega alla superficie cellulare e dà inizio alla lisi della membrana.
Il meccanismo è a cascata enzimatica e in esso si ha l'amplificazione dell'evento scatenante. In breve C1a può attivare un numero di molecole di C4, C2 e C3 ed ogni complesso C4b, C2a e C3b può a sua volta attivare molte molecole di C5 fino a C9. [Schema].
Il percorso alternativo inizia invece con aggregati di IgA o con polisaccaridi batterici in assenza di immunoglobuline che si legano agli anticorpi della membrana cellulare. Questo percorso alternativo coinvolge le proteine properdina, C3 proattivatore convertasi e C3 attivatore e converge con la via classica all'attivazione della C3.
Uno degli aspetti fondamentali del sistema di complemento è la formazione di opsonine. Opsonina è un vecchio termine usato per indicare le proteine che stimolano la fagocitosi ad opera di neutrofili e macrofagi. La principale opsonina è la C3b e i macrofagi hanno recettori specifici per essa. Individui con deficienza di C3 ereditaria sono soggetti a ripetute infezioni batteriche.
L'ultima zona presente in un'elettroforesi zonale comprende le immunoglobuline che sono state abbondantemente trattate nela parte di immunochimica. Normalmente non migrano come una banda netta ma come una diffusa e omogenea copertura della zona gamma. Talora in questa zona compare una banda netta di variabile concentrazione che viene indicata come "componente monoclonale". Sono immunoglobuline prodotte da un singolo clone plasmacellulare e pertanto sono strutturalmente omogenee. Il significato di queste componenti monoclonali è vario, possono non essere associate a particolari patologie e in tal caso vengono inquadrate come gammopatie monoclonali benigne oppure possono associarsi a gravi patologie ematologiche quali il mieloma e l'amiloidosi.

Riconoscimento immunologico delle proteine. Per identificare le proteine del siero si possono utilizzare degli anticorpi specifici e si possono utilizzare tecniche come: l'immunoelettroforesi , l'immunofissazione o l' elettroforesi bidimensionale .
 

Elettroforesi su gel di poliacrilammide in presenza di SDS. E' uno dei metodi più largamente usati per separare le proteine e determinare il loro peso molecolare apparente.
Elettroforesi con buffer discontinui. In questa tecnica si impiegano due tipi di gel o buffer, che vanno posti in una camera verticale, con l'anodo posto inferiormente, e stratificati l'uno sull'altro. I gel, definiti, rispettivamente, di impaccamento e di separazione, sono costituiti da poliacrilammide. In soluzione con la proteina si impiega sodio dodecilsolfato (SDS). L'SDS è un detergente anionico che si lega saldamente alle proteine e ne provoca la denaturazione, di conseguenza l'elettroforesi avviene in condizioni non native; in presenza di un eccesso di SDS, un grammo di proteina si lega a circa 1,4 g di SDS, fornendo alla proteina una carica negativa costante per unità di massa.
L'elettroforesi a buffer discontinui viene largamente impiegata per determinare il peso molecolare delle proteine e, ovviamente, di fianco al campione, si fa correre uno standard di peso molecolare noto.
I campioni proteici sono di solito solubilizzati in un campione Tris HCl a pH 8.3 contenente SDS, un riducente quale ditiotreitolo per ridurre i ponti disolfuro, saccarosio o glicerolo per aumentare la densità e blue di bromofenolo come indicatore della corsa.
Il gel di impaccamento, che è posto superiormente, ha una concentrazione di poliacrilamide inferiore rispetto a quello di corsa (5%) e ha un pH di 6,7. Il gel di corsa, con una concentrazione giusta per la separazione, ha un pH di 8,9. All'anodo e al catodo abbiamo un pH 8,3.
I gel vengono posti nella camera verticale e può essere creato un pozzetto di caricamento del campione; quando i gel si sono solidificati in questi pozzetti vengono posti piccoli volumi di campioni (nell'ordine dei micron litri). Quando si applica il campo elettrico gli ioni presenti nei campioni iniziano a muoversi: nel gel di impaccamento, ad un pH 6.7, gli ioni cloruro tendono a muoversi molto velocemente, seguiti dai complessi proteina-SDS mentre la glicina, essendo al suo isoelettrico, è praticamente ferma. La glicina si oppone quindi alla corsa dei Cl ^- e del complesso; per mantenere il circuito, le proteine, che sono in concentrazione molare molto più bassa rispetto agli ioni Cl ^- , tendono a concentrarsi in un volume molto piccolo e nel gel si osserva proprio la formazione di una strato molto sottile e molto concentrato al limite tra gel di impaccamento e gel di corsa. Questo impaccamento iniziale serve a rendere migliore la separazione. Quando la glicina entra nel gel di risoluzione a  pH 8,9 il complesso inizia la sua corsa e si separa in base al suo peso molecolare grazie alla proprietà di setaccio molecolare del gel di acrilamide.

Elettroforesi in gradiente. Si possono utilizzare gel di poliacrilammide in gradiente di concentrazione. I gradienti vengono fatti con un gradientatore e le concentrazioni dei gel vanno dal 5% al 25% con un decremento delle dimensioni dei pori, che comporta una migliore risoluzione delle proteine a basso peso molecolare. La migrazione delle proteine verrà progressivamente frenata dalla progressiva riduzione dei pori fino ad essere totalmente interrotta nei punti in cui la dimensione dei pori diventa più piccola del diametro delle proteine e si formeranno così bande molto strette e altamente risolte. Nella formazione dei gradienti (costituiti da poliacrilamide, bisacrilamide, TEMED e persolfato) assumono un ruolo importantissimo le condizioni di polimerizzazione.

Isoelettrofocusing. Questa tecnica è dotata di un elevatissimo potere risolutivo ed è impiegata per la separazione di composti anfoteri, ad esempio amminoacidi e peptidi, e in particolare di isoenzimi: è infatti sufficiente una differenza in punti isoelettrici di sole 0,01 unità di pH per ottenere una separazione apprezzabile.
Aminoacidi e peptidi anfoteri sono separati in un campo elettrico lungo il quale vi è un gradiente sia di potenziale sia di pH. La regione anodica ha un pH più basso di quella catodica e il gradiente di pH è mantenuto stabile attraverso l'impiego di miscele di anfoliti a basso peso molecolare aventi punti isoelettrici che coprono l'intervallo di pH desiderato. Questi anfoliti o anfoline devono avere un ottimo potere tamponante, un'eccellente conduttività, una buona solubilità nel gel di elettroforesi e nel solvente impiegato, nessuna influenza sul sistema di rilevamento o sul campione e devono inoltre essere separabili dal campione.
Le anfoline sono costituite da acidi alifatici sintetici poliamino-policarbossilici e sono in vendita in miscele che coprono o un ampio intervallo di pH (3-10) o un ristretto intervallo di pH (4-5) a seconda delle necessità.
Gli estremi di pH sono scelti in modo da comprendere il punto isoelettrico di tutti i componenti da separare. I composti che, all'inizio della corsa, si trovano in una zona di pH inferiore al loro punto isoelettrico sono carichi positivamente e migrano verso il catodo. Tuttavia, man mano che si avvicinano al catodo, il pH aumenta, finchè non corrisponde esattamente al loro punto isoelettrico. In queste condizioni i composti hanno carica netta nulla e si arrestano. Analogamente, i composti che all'inizio si trovano in zone di pH superiori al loro punto isoelettrico sono carichi negativamente e migrano verso l'anodo finchè non raggiungono una zona a pH corrispondente al loro punto isoelettrico, nella quale si arrestano. I composti anfoteri vengono in tal modo focalizzati in sottili bande stazionarie; si intuisce facilmente che, in queste circostanze, è pressochè ininfluente il punto di applicazione del campione.
L'isoelettrofocusing può essere condotto in colonne verticali o su lastre orizzontali di gel.
L'isoelettrofocusing, nonostante sia un'ottima tecnica, può presentare dei problemi; i più comuni sono:

L' isoelettrofocusing trova numerose applicazioni nella diagnostica clinica; viene ad esempio utilizzato  nella separazione di emoglobine mutate in cui la sostituzione di un singolo aminoacido può modificare la funzione della proteina e provocare problemi clinici. Se la mutazione provoca una modificazione del punto isoelettrico della proteina anche nell'ordine di 0.1 unità di pH, è possibile identificarla mediante un classico isoletrofocusing.

Isoelettrofocalizzazione in gradienti di pH immobilizzati. Il sistema delle immobiline permette la realizzazione di una separazione in base all'isoelettrico senza l'utilizzo del sistema delle anfoline. Il sistema utilizza una serie di derivati di acrilammide aventi la struttura
                              O H
generale CH₂=CH-C-N-R dove R contiene sia gruppi carbossilici che amminici. La copolimerizzazione di questi monomeri con diverso pKa in diversa concentrazione permette di creare dei gradienti preformati doi pH all'interno del gel. Una volta integrate nel gel, le immobiline conferiscono una capacità tamponante controllata, una bassa conduttività all'interno del gradiente e si evita il cosidetto cathodic drift.  In queste condizioni è possibile applicare grosse differenze di potenziale su gel molto sottili e ottenere risoluzioni nell'ordine di 0,001 unità di pH. (Figura 7.3 - Separazione di Hb Sardegna in isoelettrofocusing classico e in gradienti immobilizzati.)
 

Elettroforesi bidimensionale. Permette di ottenere una risoluzione ancora maggiore di una miscela complessa di proteine. I componenti sono dapprima separati in base a differenze nel punto isoelettrico, mediante isoelettrofocusing in presenza di urea 8 M o altri detergenti e successivamente in base al peso molecolare grazie a gradienti a concentrazioni crescenti di acrilammide. A questo indirizzo internet ( http://www.expasy.ch/ch2d/) si trovano vere e proprie mappe di separazioni in elettroforesi bidimensionali di miscele proteiche da varie fonti, dal plasma umano a omogenati di linee cellulari tumorali. Grazie a questo tipo di separazione elettroforetica si possono identificare le singole proteine e interpretare le mappe ottenute nel proprio laboratorio
 

Elettroforesi in presenza di urea. Questo tipo di elettroforesi impiega urea che ad elevate concentrazioni denatura le proteine e fa loro assumere una conformazione tipo random coil. E' possibile creare all'interno di un gel di acrilamide un gradiente a concentrazione crescente di urea tale che durante la migrazione elettroforetica, quando la proteina incontra una concentrazione di urea sufficiente, la proteina inizia a denaturarsi. Lo svolgimento della catena polipeptidica provoca un aumento dell'ingombro così che la velocità di migrazione rallenta. Se la transizione avviene in due stati si configura una distribuzione della proteina nel gel quale quella rappresentata nella seguente figura. ( Figura 7.4 -Elettroforesi in urea)

Western Blotting. Questo sistema permette di trasferire macromolecole da un gel in cui sia avvenuta la separazione elettroforetica ad una membrana immobilizzante. Le proteine devono in questo caso trasfersi dal gel alla membrana mantenendo  la forma e il livello di diffusione acquisiti alla fine della prima separazione elettroforetica. Il gel viene normalmente posto al catodo e la membrana all'anodo, il tampone può essere simile al quello utilizzato nella prima separazione (tris glicina 50 mM pH 8.3) e può contenere SDS o metanolo. Le caratteristiche del tampone dipendono prevalentemente dal tipo di proteina da trasferire; se la proteina è fibrosa, molto poco polare, poco solubile e di alto PM, in assenza di SDS non si assiste al trasferimento. Proteine piccole, che si legano poco alla membrana e che diffondono in essa, necessitano invece di Tris Glicina 50 mM e del 20% di metanolo.
Le membrane che si impiegano possono essere di diverso materiale, ma tutte presentano dei pori. Questi pori, che possono avere una grandezza diversa per meglio adattarle agli scopi, hanno un diametro che diminuisce progressivamente nell'attraversamento della membrana. Il diametro sarà maggiore nella parte esposta al gel, e minore nella parte esposta all'anodo, le proteine si legano alla matrice con interazioni idrofobiche ed elettrostatiche e la dimensione decrescente dei pori favorisce il blocco delle proteine all'interno della membrana. La prima membrana impiegata è stata quella di nitrocellulosa che ha una capacità legante di 80-100 m g/cm&sup2;  in cui prevalgono interazioni elettrostatiche ed è ancora oggi la migliore per scopi generali. Una seconda membrana impiegata è quella di PVDF (PolyVinylDiFluoride), con una capacità di 170-200 mg/cm&sup2; e che presenta interazioni idrofobiche con le proteine. Ha una maggiore resistenza meccanica e chimica di quella di nitrocellulosa, viene impiegata quando le proteine recuperate devono essere caratterizzate e sequenziate e la sua capacità legante aumenta in presenza di SDS. Esistono anche membrane di nylon, con una capacità legante molto elevata, che sono consigliate per ottimizzare il rilevamento per cheluminescenza.
 

Elettroforesi capillare. L'elettroforesi capillare (CE) è una tecnica analitica che fonde il principio dell'elettroforesi con i concetti strumentali e di automazione propri dell'HPLC.
L'elettroforesi capillare usa, come alternativa alla piastra di gel o ad altri supporti, un capillare del diametro dell'ordine di decine di micron, per definizione anti-convettivo, in quanto il piccolo diametro limita la quantità di calore generato anche quando centinaia di Volt per centimetro vengono applicati. Inoltre, l'alto rapporto area/volume della superficie interna del capillare favorisce la dissipazione del calore attraverso le pareti del capillare stesso. L'elettroforesi capillare fu introdotta per la prima volta da Hjertén nel 1967 e la si può considerare come un'approccio strumentale all'elettroforesi. L'elettroforesi capillare è diventata una vera e propria tecnica analitica solo all'inizio degli anni '80 quando ne sono stati messi a punto i principi teorici e sono state descritte le relazioni fra le variabili operative e la qualità della separazione. Da allora la CE è una tecnica in rapida crescita. La tecnologia strumentale è tuttora in via di sviluppo, come pure gli aspetti teorici sono ancora oggetto di studio, ad indicare che la tecnica è sempre in fase di evoluzione.
Innanzi tutto uno dei grandi vantaggi di questa tecnica è il vasto campo di applicazione e quindi la sua versatilità, in quanto, come si vedrà più avanti, si possono realizzare diverse modalità operative. Originariamente considerata per la separazione di macromolecole biologiche come le proteine, si è rivelata utile per la separazione di aminoacidi, farmaci chirali, vitamine, pesticidi, ioni inorganici, coloranti, surfattanti, zuccheri, oligonucleotidi e perfino virus. Ancora prima di entrare nel dettaglio della strumentazione, della teoria, delle modalità operative e delle applicazioni, vediamo in modo schematico le caratteristiche vantaggiose di questa tecnica:

Il capillare ideale deve essere chimicamente ed elettricamente inerte, trasparente alle lunghezze d'onda UV e visibile, flessibile e robusto e, se possibile, poco costoso. Il materiale che incontra tutti questi requisiti è la silice fusa. Il capillare è in realtà di silice fusa nella sua parte interna, mentre esternamente è fatto di polimmide, la quale lo rende robusto e maneggevole. Nell'CE non esiste una vera e propria cella di rivelazione, come accade nell'HPLC, ma la cella è sul capillare, cioè è una piccola porzione della sua lunghezza che viene resa trasparente alla luce. Per far ciò si deve eliminare la polimmide e scoprire circa mezzo centimetro di capillare, bruciandola rapidamente con una fiamma o grattando con una lametta o facendo cadere una goccia di ac. solforico concentrato bollente. Si ottiene così la "finestra", il capillare in questo punto diventa fragile e non è più flessibile e da ora possiede due parametri che ne definiscono la lunghezza, importante per valutare poi la migrazione degli analiti:

Il diametro interno dei capillari generalmente usati è di 50-75 micron.
La parete interna di un capillare è costituita dai gruppi silanolici della silice (SiOH). Prima di operare qualsiasi tipo di analisi il capillare va riempito (condizionamento) con, ad esempio, NaOH 1 M o comunque una base o un acido forti (o un surfattante come SDS in casi particolari) tali da ionizzare i silanoli in modo completo e ottenere così la parete interna del capillare carica negativamente. Un parametro importante per operare in modo riproducibile è la termostatazione del capillare che ovviamente influenza la viscosità dei liquidi utilizzati per l'analisi (e quindi i tempi di analisi) e controlla il riscaldamento per effetto Joule che si verifica in un sistema a cui viene applicato un voltaggio e attraverso cui passa quindi corrente elettrica. Il cosiddetto Joule Heating dipende dalle dimensioni del capillare, dalla conduttività dell'elettrolita di fondo e dal voltaggio applicato. La termostatazione viene effettuata, nelle moderne apparecchiature, ad aria o a liquido. Dopo che il capillare è stato condizionato va riempito con un elettrolita di fondo (background electrolyte - BGE) o buffer che permetta il passaggio della corrente quando si applicherà il voltaggio per l'analisi. Tipicamente si usano vari tamponi, inorganici e organici. Un buon elettrolita di fondo deve possedere:

L'iniezione del campione avviene dopo il condizionamento e il riempimento con l'elettrolita di fondo. Dal punto di vista pratico, un volume di campione molto piccolo, dell'ordine dei nanolitri, viene iniettato ad una estremità del capillare e ciò può essere effettuato in modi diversi. La soluzione contenente il campione si trova in una provetta in cui entra una estremità del capillare e una piccola porzione di liquido viene fatta passare nel capillare attraverso due processi:

In genere il campione viene iniettato all'anodo, mentre la rivelazione avviene al catodo.
Viene quindi fatta iniziare la corsa elettroforetica applicando un voltaggio (di solito i valori operativi vanno da 10 a 30 kV). L'analita da analizzare o gli analiti da separare in caso di una miscela, migreranno con una velocità e in una direzione che dipende dalla loro massa e dalla loro carica e da un parametro molto importante che è il flusso elettroendosmotico. Perchè passi corrente all'interno del capillare , quando il voltaggio viene applicato, le estremità del capillare saranno immerse nell'elettrolita di fondo.
Prendiamo ora in considerazione i detector. Il rivelatore UV-VIS è di gran lunga il più usato. Quando abbiamo accennato ai vantaggi di questa tecnica abbiamo parlato di alta efficienza dovuta al fatto che la rivelazione avviene sul capillare, attraverso la finestra che abbiamo creato. Questo fatto implica, a differenza dell'HPLC in cui abbiamo un sistema di tuberie che arrivano alla cella, che non ci siano volumi morti e che quindi i picchi risultanti abbiano un numero di piatti teorici molto superiore. La separazione dei componenti, in CE avviene infatti anche nella finestra essendo essa stessa parte del capillare. Un'ottima efficienza, quindi picchi stretti e alti, migliora la sensibilità che di per sè, nel sistema CE, viene eliminata dalle microdimensioni del cammino ottico che la luce deve percorrere. Del resto tali dimensioni sono invece vantaggiose dal punto di vista del rumore di fondo che risulta assai minimo, con conseguente possibilità di operare a lunghezze d'onda molto basse (anche 200 nm). Anche in CE si usa il DAD (Diode Array Detector) con le potenzialità dell'HPLC e quindi per scopi di peak identity, peak purity, etc...

C'è un parametro molto importante, che è già stato nominato, e che deve essere definito prima di analizzare la teoria dei fenomeni di migrazione degli analiti nel capillare: il flusso elettroendosmotico (EOF, electroendosmotic flow). Tale EOF è una conseguenza delle cariche negative sulle pareti del capillare che già sappiamo essere dovuta ai gruppi silanolici ionizzati. Nonostante il punto isoelettrico della silice fusa sia difficile da determinare, si può affermare che i gruppi silanolici siano ionizzati significativamente al di sopra di un valore di pH pari a 4. L'EOF è uno strato di controioni positivi (del tampone) che si dispone sulla parete del capillare e crea una differenza di potenziale (potenziale zeta z)  molto vicino alla parete. Quando si applica il voltaggio i cationi che formano questo doppio strato diffuso sono attratti verso il catodo e, poichè sono solvatati, il loro movimento trascina la soluzione verso il catodo.
EOF può essere espressa come  n _eo = (Ez /4ph)E
E= costante dielettrica
z=potenziale zeta
h=viscosità
L'entità dell'EOF varia ovviamente in funzione della ionizzazione dei gruppi silanolici e quindi del pH operativo. A valori di pH alti, quando i gruppi silanolici sono prevalentemente ionizzati, l'EOF ha mobilità maggiore (velocità) mentre a valori bassi di pH la mobilità dell'EOF è significativamente minore.
Perchè l'EOF è così importante? Innanzi tutto questo flusso ha un profilo piatto e questo comporta che la forza trascinante sia uniformemente distribuita lungo il capillare (alle pareti come al centro); questo comporta un non allargamento del picco come invece avviene in un sistema esterno a pompe come l'HPLC. Inoltre l'EOF determina un movimento di tutte le specie, indipendentemente dalla loro carica, nella stessa direzione. Infatti nelle condizioni finora descritte (iniezione all'anodo e parete del capillare carica negativamente) solo i cationi raggiungerebbero il rivelatore (al catodo) mentre gli analiti neutri non migrerebbero (in quanto privi di carica) e gli anioni andrebbero in direzione opposta al rivelatore, in virtù della repulsione. Con una sola corsa elettroforetica invece, cationi, anioni e molecole neutre possono essere analizzati simultaneamente. I primi analiti a raggiungere il detector, a parità di dimensioni, sono quelli carichi positivamente, seguiti dai neutri, che migrano alla velocità di trascinamento dell'EOF non potendo contare su alcuna carica, ed infine dai negativi, che sono attratti all'anodo ma comunque trascinati dall'EOF. L'EOF può essere utilmente modulato in modo da ottimizzare una separazione di miscele. In alcuni casi si rende necessaria la soppressione dell'EOF, soprattutto quando analiti di grosse dimensioni e carichi positivamente (proteine al di sotto del loro pI, quindi basiche) aderiscono durante l'analisi alle pareti del capillare. Ciò si può effettuare in due modi:

m =v / E
 
 

dove:
m= mobilità dell'analita;
v = velocità di migrazione dell'analita;
E = campo elettrico applicato.
 

In pratica la mobilità effettiva dell'analita è data da meff  =mt-m eof

dove:
meof = mobilità del flusso elettroendosmotico che è paragonata alla mt del marker;
mt= mobilità totale, misurata conoscendo il tempo di migrazione, la distanza percorsa e il campo elettrico applicato, cioè: mt = L l / Vt da:
mt = v / E
v = l / t
E = V / L

dove:
L = lunghezza totale del capillare in cm;
l = lunghezza effettiva alla finestra del detector in cm;
V =voltaggio applicato, espresso in V;
t = tempo di migrazione del singolo analita espresso in secondi.

Quindi la migrazione di un analita in elettroforesi capillare è espressa in: cm&sup2; / volt x secondi

Come abbiamo già accennato l'elettroforesi capillare presenta numerosi vantaggi fra cui la possibilità di operare in vari modi che sono quì brevemente riassunti.

Elettroforesi capillare zonale ( CZE o FSCE) E' la tecnica più usata e più semplice ed è il tipo di elettroforesi capillare di cui abbiamo parlato finora, cioè quella in cui il capillare è semplicemente riempito di tampone. Viene così chiamata perchè i campioni migrano in zone discrete a velocità differenti, ricordando che la separazione di più anioni o cationi di massa diversa è possibile, mentre gli analiti neutri migrano comunque tutti alla velocità dell'EOF e non sono quindi tra loro separabili. Un nome più comune e del resto più preciso per questa tecnica è FSCE (free solution capillary electrophoresis, elettroforesi capillare in soluzione libera).
Per superare questa limitazione ed allargare la selettività della FSCE si può variare il pH oppure si possono aggiungere additivi al tampone. In particolare questi tamponi sono surfattanti cationici, anionici o neutri e possono essere utilmente impiegati a concentrazione inferiore alla concentrazione critica micellare. Agiscono come agenti solubilizzanti per soluti idrofobici (insolubili in tampone acquoso), come agenti in coppia ionica e come modificatori delle caratteristiche chimiche della parete cellulare. In quest'ultimo caso, dipendentemente dalla carica del surfattante, l'EOF puo venire aumentato, ridotto o addirittura invertito. Importanti, tra gli additivi, sono anche i selettori chirali. L'analisi chirale, come è noto, è sempre più importante in campo farmaceutico e anche tossicologico perchè molte sono le strutture dotate di un centro stereogenico e quindi chirali, i cui enantiomeri, per i motivi noti, necessitano di separazione. A differenza dell'uso di fasi stazionarie chirali per HPLC o GC, peraltro costose, l'analisi chirale in CZE richiede la semplice aggiunta di selettori chirali in quantità davvero minima. Come selettori si possono impiegare ciclodestrine (di gran lunga le più usate), eteri a corona, sali biliari, proteine, cioè sempre sostanze chirali in grado di interagire stereoselettivamente con l'analita chirale. La selettività può essere ottimizzata variando il tipo e la concentrazione di additivo, la temperatura, il pH operativo, la concentrazione del tampone etc...

Cromatografia elettrocinetica micellare (MEKC) E' questa un ibrido tra elettroforesi e cromatografia. Introdotta da Terabe nel 1984 è la tecnica in assoluto più popolare.
Il suo punto di forza consiste nel fatto che è l'unica tecnica in grado di separare anche analiti neutri. La separazione si realizza utilizzando surfattanti addizionati al tampone ma, a differenza della CZE, quì la loro concentrazione è maggiore, tale da superare la CMC (concentrazione critica micellare) e formare perciò micelle, vere e proprie molecole di surfattante. Come è noto le micelle sono essenzialmente sferiche, con le code idrofobiche orientate verso il centro e le teste idrofile disposte verso il tampone.
Il surfattante possiede una sua carica e quindi migrerà in direzione uguale o opposta all' EOF. Poichè a pH neutri o basici, l'EOF è in genere più veloce della velocità di migrazione delle micelle, la mobilità effettiva delle micelle sarà, comunque, nella direzione dell'EOF. Durante la migrazione le micelle possono interagire con gli analiti attraverso interazioni idrofobiche ed elettrostatiche. Più le micelle interagiscono con l'analita, maggiore sarà il suo tempo di migrazione; quando l'analita non è in contatto con la micella viene semplicemente trascinato, in quanto neutro, dall'EOF.

Capitolo 8

TECNICHE SPETTROSCOPICHE
 
 

Spettrofluorimetria

  E = n.h
 
 

h=6,62x10^-27 erg (costante di Planck)
n=frequenza

   I_f  = I_o 2,3 e _l c d Q
 
 

dove c=concentrazione molare del composto fluorescente;
        d=cammino ottico, in cm, della soluzione fluorescente;
        e= coefficiente di estinzione molare del composto che assorbe alla lunghezza d'onda l

Spettrofluorimetria e studio del folding. La fluorescenza intrinseca di triptofani, tirosine e fenilalanine eccitate rispettivamente a 295, 280 e 270 nm è diversa a seconda delle caratteristiche più o meno polari dell'ambiente proteico in cui si trovano e risente direttamente di effetto quenching creato da interazione con altre molecole aromatiche o da altre strutture chimiche proprie delle proteine quali i ponti disolfuro. Pertanto gli spettri di emissione di fluorescenza sono diversi per le proteine che conservano la struttura terziaria rispetto alle stesse proteine denaturate o unfolded. Questa differenza è sia in termini di resa quantica di fluorescenza che in termini di energia del fotone emesso e quindi di lunghezza d'onda. La denaturazione comporta un allungamento dello shift di Stokes di alcuni nm e cambiamento dell'intensità dello spettro di emissione. Molto spesso la fluorescenza emessa aumenta perché si riducono effetti di quenching in cui sono generalmente coinvolti i residui aromatici ( Figura 8.1 - Modificazione dello spettro di fluorescenza del lisozima umano dopo denaturazione). Altre volte l'intensità della fluorescenza emessa si riduce durante il processo di unfolding, perché la proteina nella forma nativa non presentava fattori di quenching e il passaggio degli amminoacidi aromatici in un ambiente più polare riduce la resa quantica ( Figura 8.2 - Spettro di fluorescenza della b2-microglobulina nativa e denaturata )

f_u = (y_f - y) / (y_f - y_u)
 
 

dove:
f_u: frazione unfolded;
y_f : fluorescenza della proteina folded;
y_u: fluorescenza della proteina unfolded;
y: fluorescenza del campione ad una particolare concentrazione di denaturante.

E' semplice confrontare la stabilità di due proteine simili, diverse anche per un singolo residuo o per modificazioni post-traduzionali anche solo valutando la Cm (concentrazione di denaturante in cui il 50% della proteina è unfolded).

Dalle curve di unfolding è possibile risalire alla energia libera di stabilizzazione

  DG = -R T lnK
 
 

in cui  K = f_u / (1 - f_u)
T= temperatura assoluta
R= costante dei gas
 

Il DG_H2O si ottiene estrapolando il DG a concentrazione 0 di denaturante come emerge dal grafico della seguente figura in cui sono messe a confronto i grafici ottenuti con la b2-m completa e la b2-m con una delezione di 6 residui N-terminali ( Figura 8.3 - Grafici per il calcolo del DG _H2O).

Spettrofluorimetria e studi di binding. Quando il legame tra una proteina e un ligando fluorescente provoca un quenching della fluorescenza del ligando stesso, allora è possibile studiare le proprietà di legame quali la stechiometria e la costante di dissociazione. Infatti dalla intensità di fluorescenza si possono quantificare le moli di ligando legato e ligando libero a varie concentrazioni di ligando aggiunto.

Figura quenching della fluorescenza

Il quenching totale avviene in tempi brevissimi, nell'ordine di frazioni di secondo. Per misurare questi tempi infinitesimali, si utilizza uno strumento particolare chiamato stopped-flow (vedi pag. seguenti).
Si riportano i dati ottenuti con un anticorpo anti riboflavina dal gruppo di Beichok da cui vi vede la velocità della reazione di binding

Figura tempi di realizzazione del legame Fab-riboflavina

Lo stopped-flow viene anche impiegato per studiare il refolding delle proteine  sfruttando la realizzazione del quenching degli aromatici nel momento in cui avviene il refolding.
Si riporta un grafico di refolding del lisozima
 
 

Spettroscopia in dicroismo circolare (CD)
Questo tipo di spettroscopia sfrutta la capacità degli isomeri ottici di ruotare il piano della luce polarizzata. La luce può essere polarizzata in modo da selezionare le onde elettromagnetiche che oscillano su uno stesso piano mediante il passaggio della luce attraverso uno schermo polarizzante o un prisma di Nicol.

q = 2.303 DE (180/4 p) = 33 DE gradi
 
 

DE è dato dalla differenza tra le componenti R ed L.
 

I componenti principali di una spettropolarimetro impiegato in CD sono rappresentati nello schema seguente: una sorgente luminosa che invia luce ad un monocromatore. La radiazione monocromatica raggiunge il polarizzatore lineare e ne fuoriesce come radiazione polarizzata linearmente. Due radiazioni di questi tipo colpiscono un modulatore elettroottico, originano una luce polarizzata circolarmente e questa colpisce il campione. Dal campione la luce esce come polarizzata ellitticamente e si dirige verso il rivelatore. Dopo il rivelatore sono presenti un amplificatore/eleboratore di segnali e un registratore.
Dalla rotazione si ottengono grafici che, opportunamente interpretati, forniscono utili indicazioni sulla conformazione della molecola. Lo spettro CD di una proteina può dare informazioni circa la quantità relativa dei tipi principali di struttura secondaria ( a , b e random coil) presenti in una proteina in soluzione. (Figura 8.4 - Spettro CD nelle regioni di assorbimento dei legami peptidici che configurano strutture prevalentemente alfa, beta e random coil).
 

La spettroscopia di risonanza magnetica nucleare
nello studio strutturale e funzionale di proteine

Prof Gennaro Esposito
Università di Udine
gesposito@makek.dstb.uniud.it
 
 

Tra le differenti tecniche di indagine chimico-fisica, la spettroscopia di risonanza magnetica nucleare (NMR) è quella che nel corso degli ultimi 20 anni si è venuta affermando come unica alternativa all'approccio cristallografico nella determinazione di strutture di biopolimeri complessi quali le proteine, gli acidi nucleici ed i polisaccaridi. Questo sviluppo è stato reso possibile dai concomitanti sviluppi nel campo dell'elettronica, della tecnologia dei superconduttori e della teoria NMR vera e propria. Lo sviluppo dell'elettronica ha contribuito fornendo soluzioni efficienti sia per la rivelazione ed il trattamento del segnale, sia per l'elaborazione dei dati sperimentali ad opera di computer sempre più potenti. I progressi nel campo della tecnologia dei superconduttori hanno permesso di ottenere magneti ad elevata intensità di campo e stabilità. L'avanzamento della teoria NMR ha condotto all'elaborazione di un corpo di conoscenze senza eguali nell'ambito della spettroscopia applicata. Non è possibile, in una breve introduzione come il testo presente, soffermarsi su tutti questi aspetti. Nemmeno è possibile analizzare esaurientemente solo l'ultimo di essi, cioè la teoria NMR, per quanto attiene allo studio delle proteine, oggetto del nostro interesse specifico. Quanto segue, pertanto, vuole solo presentare le possibilità applicative, sia quelle consolidate, sia le più recenti, di una tecnica in continuo sviluppo, fornendo un'introduzione limitata ai concetti base, comunque necessari per la comprensione delle applicazioni illustrate.
 
 

dove h è la costante di Planck ed R, il numero quantico, assume valori interi (1, 2 ...) o seminteri (1/2, 3/2, ..) (per l'energia potremmo scrivere un'espressione analoga).

in cui la quantizzazione di P_z risulta espressa dal numero quantico m_R. Infatti quest'ultimo può assumere solo valori che dipendono da R, ed in particolare  , perché, se postuliamo come positivo il numero quantico associato al modulo di un vettore, la sua componente lungo z può al massimo eguagliare il modulo e, quindi, questo numero quantico in valore assoluto, mentre nessuna restrizione è applicabile al segno.

1. nuclei con massa dispari hanno spin semintero (es. ¹H, ¹⁵ N, ³¹P, ¹³C,²³Na);
2. nuclei con massa pari e numero atomico pari hanno spin nullo (es. ¹² C, ¹⁶O, ³²S);
3. nuclei con massa pari e numero atomico dispari hanno spin intero (es. ¹⁴N).

[1]
 
 

dove  e quindi ciascun valore possibile di m_zidentifica un diverso stato magnetico del nucleo.
 
 

[2]
 
 

La spettroscopia NMR studia le transizioni dei nuclei tra questi livelli di energia.
 
 

Un nucleo di spin I = 1/2, possiede solo due stati magnetici associati a  ed  . Pertanto, sostituendo l'eq. [2] in [1], e calcolando la differenza abbiamo:

ovvero, ricordando l'equazione di Planck:

La regola di selezione per le transizioni NMR è  . Pertanto otteniamo l'equazione fondamentale della spettroscopia NMR, nota come equazione di Larmor:

vvero in unità di frequenza angolare:
 
 

che stabilisce la proporzionalità diretta, attraverso il rapporto giromagnetico g , tra campo magnetico e la frequenza di risonanza, n in Hz oppure l'analogo angolare w in rad/s.
 
 

Isotopo 

Si noti l'assenza di ¹²C e ¹⁶O, gli isotopi più abbondanti di carbonio ed ossigeno. Per essi I = 0 e dunque non è possibile osservare alcuna risonanza magnetica nucleare. I nuclei più importanti per studi NMR di proteine sono ¹H, ¹³C e ¹⁵N.
 

Pertanto quanto maggiore sarà la differenza di energia tra gli stati coinvolti nella transizione, tanto minore sarà il rapporto delle loro popolazioni e, quindi, tanti più nuclei potranno compiere la transizione, aumentondo così l'intensità del segnale ottenuto. Purtroppo le differenze di energia per le transizioni NMR sono estremamente limitate (a 500 MHz per nuclei di idrogeno D E = 0.2 J/mol contro RT = 2477 J/mol a 298 K). Non è strano dunque che le concentrazioni richieste per spettroscopia NMR siano almeno 3-4 ordini di grandezza maggiori di quelle usate per altre spettroscopie. Poiché D E aumenta con la frequenza (relazione di Planck), l'equazione di Larmor mostra che la sensibilità per un determinato nucleo aumenta all'aumentare del campo magnetico esterno. Il medesimo argomento non può essere applicato tout court al rapporto giromagnetico che pure compare nell'equazione di Larmor per paragonare il segnale di nuclei diversi. In questo caso bisogna tener presente anche l'abbondanza naturale. Ad esempio, per nuclei come ¹³C e ¹⁵N, molto importanti nella spettroscopia NMR di proteine, la scarsissima abbondanza naturale rende impraticabile la loro osservazione ed è pertanto necessario ricorrere a procedure di arricchimento isotopico uniforme per la loro osservazione (il ricorso ad isotopi più abbondanti quali, rispettivamente, ¹²C e ¹⁴N per osservare i nuclei di carbonio ed azoto, non è praticabile poiché ¹²C ha spin nullo, mentre ¹⁴N ha spin intero, quindi momento quadrupolare non nullo e, dunque, linee estremamente larghe).

In pratica per lo studio di proteine si usano campi magnetici tra 11.74 T e 21.14 T (T = Tesla = 10000 Gauss) dove l'idrogeno risuona tra 500 e 900 MHz. Purtroppo i limiti della tecnologia attuale dei superconduttori non consentono di ottenere campi statici molto più elevati. Con questo tipo di campi magnetici le concentrazioni di proteina necessarie variano tra 1 mM e 0.3 mM.

La sensibilità di uno spettro NMR si traduce in termini di rapporto segnale-rumore (S/N). Si può dimostrare che:
 
 

dove i subscritti exc e det si riferiscono ai nuclei eccitato e osservato (qualora diversi come nel caso di esperimenti eteronucleari) e T è la temperatura.
 

La magnetizzazione trasversale, M, si trova, al termine dell'impulso, di nuovo sotto l'azione del campo esterno, attorno alla direzione del quale precederà alla sua frequenza caratteristica, data dall'equazione di Larmor. Tuttavia, in tale stato esa è in una situazione di non equilibrio, per cui, continuando sempre a precedere alla medesima frequenza, descriverà una traiettoria a spirale, fino a raggiungere di nuovo l'allineamento lungo z. In tal modo si realizza il processo di rilassamento, cioè il processo attraverso il quale il sistema di spin nucleari ritorna al suo stato di equilibrio (stato di minima energia) cedendo all'ambiente circostante l'energia immagazzinata per effetto dell'eccitazione (si veda oltre).
 
 

Capitolo  9

RADIOISOTOPI
 
 

Atomi con lo stesso numero atomico (Z), ma con differente numero di massa (A) sono detti isotopi.
Per ogni elemento il numero di isotopi è variabile (es. 3 per l'idrogeno, 7 per il carbonio, mentre per specie con elevato numero atomico il numero di isotopi può essere superiore a 20). La stabilità di un isotopo dipende dal rapporto tra il numero di neutroni ed il numero di protoni (N/P) nel nucleo.
Per gli elementi a basso numero atomico gli isotopi stabili tendono ad avere ugual numero di protoni e neutroni, mentre la stabilità degli elementi con alto numero atomico è associata ad un rapporto N/P maggiore di uno.
Gli isotopi instabili o radioisotopi sono prodotti artificialmente; alcuni sono presenti in natura. Il processo che porta un nucleo instabile verso forme più stabili prende il nome di decadimento ed avviene mediante l'espulsione di particelle cariche e/o radiazioni elettromagnetiche. Questo fenomeno conduce direttamente o più spesso attraverso diverse tappe intermedie di disintegrazione ad un isotopo stabile. La maggior parte dei nuclei raggiunge la stabilità attraverso decadimenti concatenati generanti una famiglia; i prodotti di decadimento radioattivo vengono classificati in base alla carica ed alla massa dell'emissione: decadimento per emissione di negatroni; decadimento per emissione di positroni; decadimento per emissione di particelle alfa; decadimento per cattura elettronica e decadimento per emissione di raggi gamma.

Decadimento per emissione di negatroni- Un neutrone viene trasformato in un protone per emissione dal nucleo di una particella beta carica negativamente denominata negatrone:

neutrone ---> protone + beta^-

Il negatrone ha proprietà di massa e carica simili a quelle di un elettrone. La conseguenza di questo tipo di decadimento è che il rapporto N/Z decresce, dal momento che Z aumenta di una unità, mentre il numero di massa rimane costante. Molto usati in biochimica sono i beta ^- emittenti come ³H e ¹⁴C per marcare composti organici; ³⁵S per marcare la metionina in studi relativi alla sintesi proteica; il ³²P per gli acidi nucleici.

Decadimento per emissione di positroni - Alcuni isotopi decadono emettendo particelle beta cariche positivamente (positroni):

protone ---> neutrone + beta⁺

Le particelle beta⁺ sono molto instabili e una volta dissipata la loro energia interagiscono con gli elettroni trasformandosi in due raggi gamma emessi a 180&deg; l'uno rispetto all'altro.
Il nucleo perde un protone e guadagna un neutrone: N/Z aumenta, dato che Z diminuisce di uno ed A rimane costante. Vengono utilizzati gli stessi strumenti adoperati per i gamma emettitori; gli isotopi che emettono beta ⁺ vengono utilizzati nel PET scanning, tecnica che permette di esaminare il cervello identificando le aree attive ed inattive di questo organo.

Decadimento per emissione di particelle alfa- Isotopi di elementi ad alto numero atomico spesso decadono emettendo particelle a (nuclei di elio costituiti da 2 protoni e 2 neutroni). Questo decadimento porta alla diminuzione di A di 4 unità e di Z di 2 unità. Gli emittenti a sono poco usati nella ricerca biologica.

Decadimento per cattura elettronica- Un protone cattura un elettrone orbitalico appartenente allo strato K più interno trasformandosi in un neutrone con sviluppo di energia elettromagnetica:

protone + elettrone ---> neutrone + raggi X

Decadimento per emissione di raggi gamma - I raggi gamma sono radiazioni elettromagnetiche la cui lunghezza d'onda è minore rispetto a quella dei raggi X.
Le radiazioni gamma derivano da una trasformazione del nucleo dell'atomo ed è spesso accompagnata da emissione di particelle alfa e beta. La radiazione gamma, da sola, non comporta cambiamenti né di A né di Z; essa ha basso potere ionizzante ma elevato potere di penetrazione.
 

Caratteristiche del decadimento radioattivo- L'energia associata alle emissioni è espressa in eV (elettronvolt), ossia l'energia acquisita da un elettrone quando viene accelerato da una differenza di potenziale di 1 Volt, ed essa equivalente a 1.6x10^-9 J. I valori energetici più elevati sono quelli associati ad emissione di particelle a comprese tra 4 e 8 MeV.  I beta e gamma emittenti hanno invece energie di decadimento inferiori a 3 MeV.
Velocità del decadimento- Il decadimento radioattivo è un processo spontaneo che avviene a velocità definita e caratteristica per ciascun radioisotopo. La velocià segue una legge esponenziale: il numero di atomi che decade è proporzionale, in ciascun istante, al numero di atomi N dell'isotopo presente nell'istante t rappresentata dall'equazione:
 

(1)              -dN/dt = kN
 

Integrando l'equazione nell'intervallo di tempo da 0 a t si ottiene :

(1a)             ln Nt/N0 = -kt
 

in cui

N_t = numero di atomi radioattivi presenti al tempo t

N₀ = numero di atomi radioattivi presenti al tempo 0

k = costante di decadimento il cui valore è caratteristico per ciascun isotopo e rappresenta la frazione di isotopo che decade nell'unità di tempo

Nella pratica si preferisce esprimere la velocità di decadimento in termini di tempo di dimezzamento (t&frac12;) definito come il tempo necessario perché l'attività decada fino al 50% del valore iniziale. Dall'equazione (1a) si ottiene:
 

ln 1/2 = -kt&frac12;
 

2.303log₁₀ (1/2) = -kt&frac12;
 

t&frac12; = 0.693/K
 

Unità di misura della radioattività- L'unità di misura proposta dal Sistema Internazionale di unità è il Becquerel (Bq) corrispondente a una disintegrazione per secondo (d.p.s.). Di uso più comune è invece il Curie (Ci) definito come il numero di d.p.s. equivalente a 1g di radio (3.7x10¹⁰ d.p.s ossia 37 GBq). In biochimica si utilizzano quantità di materiale radioattivo molto più modeste per cui risulta più opportuno parlare di millicurie  e microcurie . E' importante sottolineare che le d.p.s. si riferiscono alle disintegrazioni che avvengono effettivamente in un campione radioattivo mentre quelle misurate da un contatore di radioattività sono le conte per secondo (c.p.s.). L'attività specifica di un isotopo rappresenta la sua velocità di decadimento per unità di massa (moli o grammi).

Interazioni della radioattività con la materia- Le particelle alfa possono interagire con la materia causando eccitazione degli elettroni orbitalici di atomi vicini o ionizzazione degli atomi circostanti con formazione di una coppia ionica. A causa della loro dimensione, della bassa velocità e della doppia carica positiva, le particelle alfa collidono spesso con gli atomi posti sul loro cammino provocando intensa eccitazione e ionizzazione e dissipando rapidamente la loro energia. Quindi nonostante la loro elevata energia iniziale le particelle a non sono molto penetranti.
I negatroni sono piccole particelle molto mobili e dotate di una carica negativa. Per queste caratteristiche hanno minore probabilità di collidere con la materia e perciò sono meno ionizzanti ma più penetranti rispetto alle particelle alfa. I meccanismi di interazione con la materia sono gli stessi delle particelle alfa.
Le radiazioni gamma sono di natura elettromagnetica. Quindi non avendo né carica né massa interagiscono scarsamente con gli atomi circostanti; i loro possibili meccanismi d'azione prevedono comunque l'emissione di elettroni secondari che causano a loro volta eccitazione e ionizzazione. I possibili meccanismi sono: assorbimento fotoelettrico, effetto Compton, produzione di coppie.
L'assorbimento fotoelettrico, caratteristico di raggi gamma a bassa energia, prevede il trasferimento di tutta l'energia della radiazione a elettroni orbitalici che vengono emessi come fotoelettroni il cui comportamento è associabile a quello dei negatroni.
Nell'effetto Compton, causato da raggi gamma a media energia, l'energia trasmessa all'elettrone emesso come fotoelettrone è solo una parte dell'energia totale della radiazione. Il raggio gamma  viene deviato e si muove con energia ridotta.
Infine i raggi gamma ad alta energia, interagendo con il nucleo di un atomo, provocano l'emissione di un positrone e di un negatrone (produzione di coppie).
 

Strumentazione- I metodi di rivelazione e quantificazione della radioattività si basano su: ionizzazione di un gas; eccitazione di solidi o soluzioni e capacità di impressionare una emulsione fotografica.

Metodi basati sulla ionizzazione di un gas- Una particella carica e dotata di energia, passando attraverso le molecole di un gas, è in grado di produrre una ionizzazione di intensità variabile. Gli strumenti che sfruttano questo principio sono le camere di ionizzazione e i contatori (c. proporzionali e c. di Geiger-Müller) e sono essenzialmente costituiti da una camera cilindrica riempita di gas opportuno nella quale due elettrodi, collegati ad un generatore di tensione, raccolgono gli ioni prodotti nel gas dalle radiazioni. Per effetto della ionizzazione del gas si verificherà una scarica agli elettrodi; la scarica può essere misurata o come intensità di corrente oppure come una caduta di potenziale fra gli elettrodi. L'intensità del segnale registrato dipenderà dal potenziale applicato e dal numero di particelle che entrano nella camera. L'andamento della ionizzazione in funzione della d.d.p. ( Fig 9.1 ) si può suddividere in diverse regioni tra le quali quelle indicate come B, C ed E corrispondono rispettivamente alle camere di ionizzazione, ai contatori proporzionali e ai contatori di Geiger-Müller. Nelle camere di ionizzazione ciascuna particella radiante produce una sola coppia di ioni per ogni collisione. Questi strumenti sono praticamente insensibili alle radiazioni a basso potere ionizzante (raggi gamma) mentre risultano adatte alla rivelazione di particelle a. A voltaggi più elevati rispetto a quelli delle camere di ionizzazione, gli elettroni che derivano dalla ionizzazione si muovono verso l'anodo molto più rapidamente, causando la ionizzazione secondaria del gas e quindi la produzione di elettroni secondari che determinano ulteriori ionizzazioni. In questo caso un unico evento iniziale provoca una cascata di elettroni (effetto Townsend). Come conseguenza di questa amplificazione, il segnale registrato è molto più elevato. Nella regione C il numero di coppie ioniche è direttamente proporzionale al voltaggio applicato fino a un certo valore, raggiunto il quale si ha un plateau. L'inconveniente dei contatori che operano in questa regione di conteggio proporzionale è legato alla necessità di avere un'alimentazione molto stabile per mantenere costante il fattore di amplificazione. I contatori proporzionali sono utili per contare particelle alfa, il cui impiego in studi a carattere biologico, è comunque molto scarso. Nella regione di Geiger-Müller tutte le particelle radioattive, incluse le beta deboli, causano la completa ionizzazione del gas nella camera e quindi il segnale registrato non dipenderà più dal numero degli ioni primari. L'intensità del segnale si mantiene costante in ampio range di voltaggio (plateau di Geiger-Müller). Con questo sistema si misura il numero di eventi radioattivi e non la loro energia per cui non è possibile discriminare tra isotopi differenti. Dato che gli ioni impiegano un determinato tempo per raggiungere i rispettivi elettrodi, non potranno essere rilevate quelle particelle radioattive che entrano nel tubo durante questo intervallo (tempo morto dello strumento) provocando così una transitoria riduzione nell'efficienza di conta. Il tipo più comune tra questi contatori è il tubo a finestra ( Fig 9. 2) dotato di una sottile finestra di alluminio capace di rilevare le radiazioni beta emesse da isotopi ad alta energia (³² P) e a bassa energia (³⁵ S e ¹⁴C) ma non è in grado di rilevare radiazioni emesse dal ³H, in quanto queste radiazioni non possono penetrare attraverso la finestra dello strumento. Il tubo è riempito di gas nobile (elio, argon) con aggiunta di una piccola percentuale di un composto organico volatile (formiato di etile, etanolo, ecc.) che ha la funzione di smorzare l'energia degli ioni impedendo il fenomeno della scarica continua. I contatori a finestra vengono normalmente usati per controllare la contaminazione in un laboratorio isotopi. Possono essere anche impiegati in alcuni esperimenti dove è importante valutare la presenza o meno di radioattività in un campione biologico, ad esempio per fare un rapido screening di gel elettroforetici prima dell'autoradiografia o per controllare quali siano le frazioni radioattive eluite da una colonna cromatografica.
 
 

Metodi basati sull'eccitazione di solidi o soluzioni- L'eccitazione di opportuni composti fluorescenti (scintillatori), solidi o in soluzione, da parte di particelle radioattive comporta l'emissione di radiazioni luminose quando gli elettroni dello scintillatore ritornano allo stato fondamentale. Negli strumenti che sfruttano il fenomeno della scintillazione la luce emessa viene rilevata da un fotomoltiplicatore (PMT) capace di convertire un segnale luminoso in uno elettrico in misura direttamente proporzionale all'energia dell'evento radioattivo originale. Il grande vantaggio dei moderni contatori a scintillazione è dovuto alla possibilità di avere dati quantitativi in quanto il numero di eventi è proporzionale alla velocità di decadimento del campione e dati qualitativi perché l'intensità della luce emessa e quindi il segnale prodotto dal PMT è proporzionale all'energia della radiazione. Esistono contatori a scintillazione solida e a scintillazione liquida.

Contatori a scintillazione solida (Fig. 9.3). - Il campione è adiacente a un cristallo di materiale fluorescente (NaI per emettitori gamma; ZnS per emettitori alfa ed antracene per emettitori beta). Il cristallo è situato vicino al PMT collegato, a sua volta, ad un alimentatore ad alto voltaggio e ad un contatore di impulsi. Questo tipo di strumenti è usato, specificatamente, per il conteggio di isotopi gamma emettitori perché queste sono radiazioni di natura elettromagnetica ed hanno una bassissima probabilità di collidere con gli atomi circostanti. Al contrario, in un cristallo, gli atomi sono strettamente ravvicinati e ciò rende la probabilità di collisione più elevata. Gli scintillatori solidi sono inadatti per la misura della radioattività legata all'emissione di negatroni perché questi non riescono ad oltrepassare le pareti della fiala di conteggio in cui è contenuto il campione. Contatori a scintillazione liquida- Questi contatori sono usati per misurare la radioattività associata a beta emettenti che sono gli isotopi di gran lunga più utilizzati negli studi biologici. Nel conteggio a scintillazione liquida il campione radioattivo è miscelato in una soluzione (cocktail di scintillazione) che contiene uno o due scintillatori. La particella beta emessa dal campione ha un'elevata probabilità di colpire una molecola di solvente in grado di assumere uno stato eccitato in cui un elettrone si sposta su un orbitale ad energia più elevata. Una volta che l'elettrone ritorna al suo stato fondamentale viene emesso un fotone che può essere assorbito da una molecola di scintillatore. Lo scintillatore eccitato emette, infine, energia sotto forma di radiazione luminosa a lunghezza d'onda maggiore, quando ritorna al suo stato fondamentale. Nella maggior parte dei casi si usano due tipi di scintillatore (s. primario e s. secondario) per ottenere un segnale luminoso la cui lunghezza d'onda cada nella zona di massima sensibilità del fotomoltiplicatore. Il trasferimento dell'energia dal campione radioattivo al PMT segue il seguente schema:

Radioisotopo beta emittente----------> solvente ----------> scintillatore I ----------> scintillatore II ----------> PMT

Per il conteggio di campioni in soluzione acquosa o campioni solidi è necessaria la presenza di coformulanti all'interno del cocktail di scintillazione. Nel primo caso si ricorre a tensioattivi quali Triton X-100 in grado di inglobare fino al 50% di acqua (v/v). Bisogna comunque tenere presente che, all'aumentare del contenuto di acqua, si verifica una transizione da una singola fase a una doppia o allo stato di gel che impediscono misure accurate. Per particolari applicazioni (conteggio di filtri, particolati insolubili ecc.) sono stati messi a punto liquidi con solventi speciali oppure agenti gelificanti ad alte concentrazioni che permettono il conteggio di campioni speciali in condizioni di buona efficienza. Il fotomoltiplicatore (PMT) è il dispositivo optoelettronico che permette l'amplificazione e la conversione di un segnale luminoso in uno elettrico. L'effetto fotoelettrico è il principio su cui si basa il funzionamento del PMT. (Fig. 9. 4- Schema di un fotomoltiplicatore). La radiazione luminosa che esce dalla fiala contenente il campione attraversa una finestra di quarzo che costituisce l'involucro del PMT e colpisce il fotocatodo che emette una quantità di elettroni proporzionale all'intensità dell'energia luminosa che lo ha investito. Nel PMT sono localizzati una serie di dinodi, posti a potenziali progressivamente più positivi all'interno del cammino compreso tra il fotocatodo e l'anodo. Al primo dinodo gli elettroni accelerati generano, sempre per effetto fotoelettrico, un numero maggiore di elettroni. Il fascio che dal primo dinodo giunge sul secondo risulta quindi moltiplicato. Il flusso di elettroni si scarica sull'anodo generando un segnale elettrico. L'applicazione di due PMT posti a 180&deg; attorno al campione genera due segnali che vengono fatti pervenire ad un circuito detto circuito di coincidenza dove vengono analizzati e sommati solo gli impulsi che avvengono contemporaneamente nei due fototubi. Questa tecnica permette di ridurre notevolmente il rumore di fondo dei PMT e soprattutto permette di discriminare alla fonte eventuali segnali indipendenti da eventi radioattivi. Vantaggi degli scintillatori liquidi- Questi strumenti hanno un'efficienza molto più alta dei contatori Geiger. L'efficienza di conteggio è molto più alta, in particolare, per i beta emittenti a bassa energia per i quali si arriva a valori intorno al 50% (65-68% per il trizio) fino ad arrivare a valori oltre il 90% per quelli ad alta energia (95-98% per ¹⁴C). Possono essere contati campioni solidi, liquidi, sospensioni o gel. E' possibile quantificare contemporaneamente due isotopi nello stesso campione (esperimenti a doppia marcatura) sfruttando le differenze nelle energie di emissione degli isotopi beta emittenti. Infatti ogni beta emittente mostra uno spettro caratteristico ossia un andamento dell'energia in funzione della probabilità che ogni singola emissione abbia quel valore di energia. (Fig. 9.5- Spettri di energia per alcuni isotopi beta-emittenti). La presenza di isotopi differenti nello stesso campione (es. ³H e ¹⁴C) può essere rivelata impostando un discriminatore elettronico in modo da permettere la registrazione soltanto di quei valori di energia che cadono all'interno di un determinato intervallo in cui l'attività di un isotopo abbia il sopravvento sull'altro. Si seleziona cioè una finestra ottimale per la misura di un dato isotopo. Questa operazione riduce, da una parte, l'efficienza di conteggio poiché viene contata solo una frazione delle emissioni prodotte da un isotopo, tuttavia essa permette un'elevata selettività. La maggior parte dei contatori a scintillazione liquida possiede tre diversi canali di conteggio ed è quindi possibile contare contemporanemente in tre finestre distinte. Il decadimento radioattivo è un processo casuale nel tempo e segue la legge di distribuzione binomiale. I valori di deviazione standard (D_std) ed il coefficiente di variazione (CV) sono espressi dalle seguenti formule:

D_std = N^1/2

CV= (N^1/2/N) 100

dove N è il numero degli impulsi misurati. In pratica, quindi, occorre contare il campione radioattivo per un tempo sufficientemente lungo in modo che il risultato sia statisticamente significativo. E' evidente che l'errore dovuto al processo casuale delle disintegrazioni sarà tanto minore quanto maggiore è il numero di impulsi registrati. Si avrà infatti per 100 conte un CV del 10%; per 1000 conte un CV del 3% o per 10.000 conte un CV pari a 1%.

Svantaggi degli scintillatori liquidi- Gli svantaggi maggiori sono quelli legati al fenomeno di quenching e di luminescenza. Il quenching chimico si realizza quando qualche componente (dotato di doppietti elettronici liberi) interferisce con il trasferimento di energia dal solvente allo scintillatore primario o da questo a quello secondario. E' il più difficile da valutare. Gli scintillatori sono dotati di moderni sistemi di standardizzazione esterna che permettono valutare il fenomeno di smorzamento e di convertire l'attività rivelata dal fotomoltiplicatore direttamente in d.p.m. Si può avere quenching da colore quando il campione è colorato e la luce emessa viene in parte assorbita dalla miscela di scintillazione prima che lasci la fiala. Nel quenching ottico l'interferenza è dovuta la fatto che la luce, emessa prima di raggiungere il fotomoltiplicatore, viene in parte assorbita dalla fiala; si verifica quando la fiala è sporca o non appropriata. Il fenomeno della luminescenza deriva da reazioni chimiche tra campione e cocktail di scintillazione che comportano emissione di luce non riconducibile all'eccitazione per effetto della radioattività. In genere la luce emessa ha una soglia troppo bassa per essere rivelata dal fotomoltiplicatore. Eventualmente si può attendere l'esaurimento del fenomeno prima di iniziare a contare. Gli scintillatori più recenti sono comunque in grado di discriminare il contributo della chemiluminescenza e sottrarla. La fosfoluminescenza è dovuta a componenti del campione, inclusa la fiala, che assorbono luce e la riemettono. Il fenomeno si presenta ogni volta che il campione viene esposto alla luce. I componente pigmentati sono più soggetti a questo rischio. Precauzioni da seguire sono: tenere il tutto al buio, tenere chiuso il coperchio dello strumento durante la conta.

Metodi basati sulla capacità di impressionare una pellicola

Autoradiografia- Una sorgente radioattiva presente nel materiale di cui si vuole ottenere l'immagine e un'emulsione sensibile (pellicola) sono gli elementi necessari per realizzare un'autoradiografia. L'emulsione sensibile è costituita da cristalli di alogenuro di Ag in una fase solida e granulosa. L'energia radioattiva viene dissipata nell'emulsione, l'Ag è ridotto ad Ag metallico e si deposita sulla pellicola. La soluzione di sviluppo permette la visualizzazione di questi depositi di Ag sottoforma di annerimenti sulla pellicola, mentre la soluzione di fissaggio lava via l'eccesso di alogenuro di Ag e si ottiene l'immagine permanente del composto marcato. Molti sono gli esperimenti biologici in cui viene utilizzata questa tecnica: per identificare i siti in cui un farmaco marcato si è localizzato nel corpo di un animale da esperimento, la sezione dell'intero corpo viene messa a contatto con lastre per raggi x, ottenendo immagini delle sezioni degli organi e dei tessuti dove era presente la radioattività. Fluorografia- Proteine marcate con beta emittenti quali ³H e ¹⁴C vengono analizzate su gel. Il gel viene successivamente messo a contatto con uno scintillatore (es. PPO), essiccato e quindi posto in contatto con una pellicola eventualmente preesposta*. I negatroni dell'isotopo provocano eccitazione dello scintillatore che emetterà luce capace di impressionare l'emulsione fotografica. Nella fluorografia si sfrutta sia la ionizzazione che l'eccitazione. E' possibile eseguire l'autoradiografia diretta (senza l'ausilio dello scintillatore) ma dato che gli isotopi utilizzati sono b emittenti deboli, molta della loro energia viene dissipata già all'interno del gel e quindi sono richiesti lunghi tempi di esposizione. Con lo scintillatore la sensibilità aumenta di molti ordini di grandezza. I tempi di esposizione vanno da 7 giorni a 1 mese (dipende dalla quantità di radioattività presente che viene approssimativamente stimata con un contatore Geiger).

*La preesposizione o pre-flashing della pellicola ad un flash di luce della durata di un millisecondo ne aumenta la sensibilità. Infatti la risposta di una emulsione fotografica alla radiazione non è lineare, ma in generale si osserva una fase iniziale di ritardo cui fa seguito una fase lineare. Si utilizza questo espediente quando si richiede una elevata sensibilità o se si devono quantificare i risultati dell'analisi.

Autoradiografia con schermi intensificanti- Le radiazioni emesse da isotopi quali ³²P o gamma emittenti (³²P per acidi nucleici o ¹²⁵I per proteine) tendono ad attraversare il gel o la membrana (southern o northern blot) producendo un'immagine debole e poco risolta. Per ovviare a questo inconveniente dal lato della pellicola opposta al campione si pone uno schermo intensificante (scintillatore). In questo caso i negatroni che attraversano la pellicola provocano la fluorescenza dello schermo e perciò un'emissione di luce che impressiona la pellicola. In ogni caso il gel o la membrana sono avvolti da un involucro trasparente.

Applicazioni Radioisotopi

-studio delle vie metaboliche

-studi farmacologici (assorbimento, distribuzione, metabolismo, escrezione)

-studi di enzimi e recettori

-dosaggi radioimmunologici (RIA)

-tecniche di biologia molecolare &middot;

Capitolo  10

INGEGNERIA GENETICA
   

Struttura degli acidi nucleici: DNA ed RNA
Gli acidi nucleici sono le forme funzionali dei polinucleotidi; la loro struttura spaziale è organizzata con regole molto simili a quelle che valgono per le proteine anche se esistono delle differenze sostanziali su come le differenze chimiche incidono sull'acquisizione della conformazione.

Esistono due tipi di acidi nucleici: l'RNA o acido ribonucleico e il DNA o acido deossiribonucleico. Entrambi sono costituiti da una catena polimerica formata da unità monomeriche unite tra loro da legami covalenti. In entrambi gli acidi nucleici l'unità monomerica è un nucleotide costituito da uno zucchero, una base azotata e un gruppo fosfato. Lo zucchero a cinque atomi di carbonio è il ribosio per l'RNA e il 2' deossiribosio per il DNA (quest'ultimo manca del gruppo ossidrilico in 2' del ribosio). Lo zucchero è legato mediante un legame N- glicosidico ad una base azotata, in questo legame è coinvolto il carbonio 1' dello zucchero e un N della base, che può essere una pirimidina o una purina. Sia nel DNA che nell'RNA le basi puriniche sono Adenina (A) e Guanina (G) mentre le basi pirimidiniche sono Citosina (C) e Timina (T) nel DNA; e Citosina e Uracile (U) nell'RNA. In 5' dello zucchero è presente un residuo di fosfato che forma un legame fosfodiestere con il gruppo 3' ossidrilico dello zucchero del nucleotide successivo. In questo modo i diversi nucleotidi possono essere legati tra loro a formare catene molto lunghe, chiamate generalmente polinucleotidi. Queste catene risultano altamente flessibili con angoli di torsione tra i vari nucleotidi superiori a quelli che esistono tra catene di amminoacidi. Le strutture secondarie permesse hanno però tutte un andamento elicoidale.

Nelle cellule il DNA è formato da due catene polinucleotidiche solidali che creano una doppia elica in cui deossiG si accoppia a deossiC e deossiA si accoppia a deossiT secondo il modello di Watson e Crick così da formare una doppia elica ad andamento antiparallelo.
Le basi complementari si appaiano mediante la formazione di legami H.
Così anche se formato da due polimeri, il DNA a doppia elica si comporta come una singola molecola. La dimensione del DNA si esprime in termini di coppie di basi. L'accoppiamento delle basi è importante anche nell'RNA, ma dato che questa è una molecola strettamente a singola elica, l'accoppiamento è intramolecolare.
La struttura standard del DNA è quella del DNA B e per l'RNA è l'RNA A. Il DNA comunque può assumere anche altre due conformazioni denominate A e Z. Studi di diffrazione ai raggi X hanno dimostrato che una bassa idratazione, la presenza di sali e alcool favoriscono il raggiungimento di strutture A e Z. Ci sono anche delle sequenze nucleotidiche particolari che possono favorire la stabilità di una o dell'altra conformazione. Per esempio il DNA Z è favorito da sequenze alternate G-C. Le strutture del DNA A, B, Z sono state risolte con diffrazione ai raggi X e con tecniche NMR.
 

Il significato biologico delle strutture alternative al DNA B è oggetto di dibattito; si sa ad esempio che le sequenze con funzione di promotore negli eucarioti (TATA box) assumono una conformazione altamente inclinata simile al DNA A dopo il legame con la proteina-promotrice. Parimenti  gli ibridi transitori DNA-RNA che si formano durante la trascrizione e la catena mista RNA-DNA che inizia la replicazione del DNA acquisiscono una conformazione simile al DNA A a causa della forte influenza del RNA su una tale conformazione. La funzione del DNA Z è incerta anche se alcune proteine quali un "RNA editing enzyme" lega con selettività il DNA Z. Questo fa pensare che in prossimità della nascente catena di RNA messaggero possano situarsi degli enzimi che controllano la correttezza della trascrizione.

DNA polimerasi

Il modello a doppia elica a basi appaiate proposto per il DNA nel 1953 da Watson e Crick permetteva di ipotizzare anche le modalità di replicazione di questa molecola. Durante la divisione cellulare, infatti, i due filamenti di cui è composto il DNA si srotolano e ciascuno di essi funge da stampo per la sintesi di un nuovo filamento, che si accoppia al filamento parentale e si avvolge attorno ad esso. La replicazione completa di una molecola di DNA comporta quindi la produzione di due molecole figlie, ciascuna costituita da un filamento del DNA parentale e da un filamento neosintetizzato. La sintesi della nuova catena di DNA avviene ad opera di enzimi chiamati DNA polimerasi.

Le cellule batteriche contengono tre diverse DNA polimerasi. La DNA polimerasi I è composta da una singola catena polipeptidica (Mr = 103000), possiede una attività polimerasica 5'--> 3' che richiede uno stampo di DNA ed un innesco, costituito da DNA o RNA. L'enzima possiede anche due distinte attività nucleasiche: la 3'-esonucleasica degrada il DNA a singolo filamento a partire dall'estremità 3', mentre la 5'-esonucleasica degrada il DNA a doppio filamento a partire dall'estremità 5'. L'attività 3'-esonucleasica ha la funzione di controllare ogni nucleotide che viene aggiunto durante il processo di polimerizzazione e di rimuovere quello sbagliato (attività di proofreading, cioè di correzione delle bozze). L'attività 5'-esonucleasica permette di eliminare i primers di RNA nella replicazione del filamento lento, e di intervenire nei processi di riparo del DNA eliminando nucleotidi da una molecola di DNA danneggiata da radiazioni o da agenti chimici. Le porzioni della catena polipeptidica contenenti le tre diverse attività enzimatiche sono state identificate mediante esperimenti di proteolisi limitata con subtilisina o tripsina da Hans Klenow. Con questi esperimenti è stato possibile suddividere la catena polipeptidica della DNA polimerasi I in due frammenti, uno di 35 kDa corrispondente alla porzione N-terminale e uno di 68 kDa corrispondente invece alla porzione C-terminale. Il frammento di dimensioni maggiori (denominato frammento di Klenow) contiene l'attività polimerasica e quella esonucleasica 3'--> 5'. Il frammento N-terminale contiene invece l'attività esonucleasica 5'--> 3'. Il frammento di Klenow è stato cristallizzato e l'analisi ai raggi X ha permesso di individuare nella struttura della proteina una profonda fessura con dimensioni tali da poter permettere il legame del DNA B e un sottodominio flessibile che potrebbe permettere al DNA legato di venire avvolto completamente. Questi dati sono stati confermati dallo studio di cristalli ottenuti con il frammento di Klenow in presenza di un piccolo tratto di DNA a doppio filamento. Esperimenti di mutagenesi sito specifica hanno permesso di identificare la localizzazione del sito polimerasico e di quello 3'esonucleasico che si trovano piuttosto lontani tra loro (circa 3 nm).

La DNA polimerasi III è il principale enzima che interviene  nella sintesi del DNA. E' un complesso costituito da 10 tipi di catene polipeptidiche  caratterizzato da processività, potere catalitico e fedeltà  elevatissimi, di molto superiori a quelli delle altre due DNA polimerasi.  L'oloenzima catalizza la formazione di molte migliaia di legami fosfodiestere  prima di staccarsi dallo stampo di DNA. E' un dimero per permettere la replicazione  contemporanea di due filamenti di DNA parentale, è tuttavia un dimero  asimmetrico poiché i due nuovi filamenti del DNA vengono sintetizzati  in maniera differente. Ciascun dimero contiene una subunità   a, che ha attività catalitica e una subunità e con attività esonucleasica 3'--> 5'. Queste due subunità insieme alla subunità  q costituiscono la parte centrale dell'enzima che ha attività  catalitica, ma non ha processività. Questa ultima funzione è  associata alle subunità b ₂ e t ₂ , le quali sono legate in maniera diversa alle due subunità del dimero (Figura 10.1 - Modello della DNA polimerasi ). La struttura del dimero di b ₂ è stata determinata mediante cristallografia ai raggi X, da cui risulta che il dimero ha la forma di un anello fatto a stella, il foro presente all'interno della molecola ha un diametro di 35 Å ed è in grado di ospitare una molecola di DNA. Grazie a questo foro centrale le subunità b sono in grado di circondare il DNA stampo e di conferire all'oloenzima l'elevata processività ( Figura 10.2 - Struttura tridimensionale della subunità beta della DNA polimerasi III .
 

Purificazione di DNA ed RNA
 

DNA. La purificazione del DNA genomico richiede una lisi cellulare che permetta l'uscita del DNA nucleare senza che questo subisca danneggiamenti. Il DNA può essere facilmente danneggiato dalle forze frizionali, ma anche ad opera di desossiribonucleasi (DNasi) presenti nelle stesse cellule o nella polvere che contamina l'ambiente e la vetreria del laboratorio. I tamponi, utilizzati nella preparazione del DNA, devono contenere EDTA, capace di chelare gli ioni magnesio necessari all'attivazione delle DNasi.

Dal campione può essere eliminato l'RNA mediante aggiunta di ribonucleasi (RNasi), capaci di digerire e quindi distruggere l'RNA. Le proteine vengono, invece, eliminate con la cosiddetta estrazione fenolica (vedi capitolo precipitazione delle proteine con solventi organici). Viene utilizzato fenolo ad elevato grado di purezza, che viene saturato con una soluzione di H₂O o tampone, viene inoltre aggiunta dell'idrossichinolina che dà un colore giallo e che rallenta l'ossidazione del fenolo e inibisce l'RNasi (quest'ultima proprietà è utile nel caso in cui l'estrazione fenolica venga applicata per la separazione sia di DNA che di RNA). L'idrossichinolina inoltre vira all'arancione quando ossidata e rappresenta un segnale dell'invecchiamento della soluzione. Durante la fase di estrazione con il fenolo il DNA rimane nella fase acquosa e le proteine precipitano. Il DNA presente nella fase acquosa viene poi precipitato in etanolo in presenza di 1 M sodio acetato.

Alternativamente il DNA può essere separato dai diversi contaminanti mediante centrifugazione in gradiente di cloruro di cesio (vedi centrifugazione in gradiente). Con un gradiente opportuno è infatti possibile separare il DNA (che si concentrerà nella parte centrale del gradiente) dalle proteine (che si concentreranno nelle zone a minore densità) e dall'RNA (che sedimenterà nel pellet).
 
 

RNA. Il contenuto in RNA delle cellule è molto superiore a quello del DNA, la sua preparazione è comunque molto simile a quella del DNA. Bisogna però essere molto attenti ad evitare contatti con RNasi, enzimi ubiquitari ben rappresentati nelle cellule, ma anche nell'ambiente. La vetreria utilizzata per la preparazione dell'RNA deve essere sempre sterile e trattata con inibitori delle RNasi, quali il dietil-pirocarbonato, in grado tuttavia di danneggiare l'RNA stesso, e che deve quindi essere successivamente eliminato sterilizzando la vetreria in autoclave.

Le RNasi interne alle cellule vengono liberate quando si procede alla lisi cellulare, necessaria per l'estrazione dell'RNA. Occorre quindi inibire questi enzimi. I metodi di inibizione delle RNasi prevedono l'uso di sali di vanadio o di RNasina, un inibitore proteico delle RNasi.

Invece di inibire le RNasi, è anche possibile distruggerle contemporaneamente alle altre proteine cellulari, aggiungendo proteasi come la proteinasi K (che idrolizza le proteine e quindi anche le RNasi) o denaturanti caotropici come la guanidina idrocloruro.

Per quanto riguarda, invece, i metodi di lisi cellulare utilizzati per l'estrazione dell'RNA, questi possono essere diversi in base al tipo di RNA che si vuole purificare.

Se si vuole purificare l'RNA totale si possono lisare le cellule con metodi drastici, se invece si vuole separare l'RNA citoplasmatico da quello nucleare si possono usare dei detergenti blandi quali Triton o NP40 che lisano la membrana plasmatica, ma preservano quella nucleare. Se si purifica l'RNA totale, questo risulterà costituito soprattutto da RNA ribosomale 18 S e 28 S e da una piccola percentuale di RNA messaggero. Questo sarà più o meno abbondante a seconda del tipo di cellula e della funzione biologica svolta dalla cellula stessa. Negli eucarioti gli RNA messaggeri sono generalmente poliadenilati all'estremità 3'.

La coda di poli (A) non è codificta dal DNA , ma viene aggiunta al trascritto primario dopo che questo è stato tagliato da una endonucleasi in corrispondenza di una sequenza che dista 11-30 nucleotidi in direzione 3' dalla sequenza AAUAAA presente sul trascritto. Dopo l'azione di questa endonucleasi, una Poli(A) polimerasi aggiunge circa 250 adenine all'estremità 3' del trascritto. Il ruolo della poliadenilazione è quello di migliorare la stabilità del messaggero e di proteggerlo dalle nucleasi. Il tempo di emivita del messaggero è infatti legato al tempo di degradazione della sua coda di poli (A). La poliadenilazione può inoltre condizionare processi di splicing alternativo quali quelli che avvengono nel processo di riarrangiamento dei geni delle immunoglobuline e guida lo splicing delle sequenze corrispondenti al frammento transmembranario delle Ig.

Dopo la lisi cellulare si può operare una estrazione fenolica per separare gli acidi nucleici dalle proteine. E' inoltre possibile eliminare il DNA presente, utilizzando un fenolo tamponato a pH 5-6, in questo caso infatti il DNA passa selettivamente nella fase fenolica.

Per la separazione degli RNA messaggeri si può sfruttare la presenza  della poliadenilazione utilizzando una tecnica di cromatografia di affinità.  Si faranno appaiare le code di adenina del messaggero con le timine di un  oligonucleotide sintetico (poliT) legato a una fase stazionaria quale il sefarosio; l'appaiamento stabile e specifico si realizza ad elevata  forza ionica (es. 0,5 M NaCl), mentre l'eluizione si realizza in presenza  di H ₂O ( Figura 10. 3- Separazione dell'RNA poliA).
 
 
 

Analisi dell'RNA ed espressione genica

Uno dei segni principali dell'attività di un gene consiste nella sintesi di una molecola di RNA, la quale rappresenta il prodotto della reazione catalizzata dalla RNA polimerasi, capace di sintetizzare una catena di ribonucleotidi complementari ad un filamento stampo di DNA. Nelle cellule batteriche le molecole di RNA vengono trascritte da un'unica RNA polimerasi, il messaggero ha una vita brevissima e la sua quantità viene regolata a livello della trascrizione. Negli organismi eucarioti il gene viene trascritto nel nucleo e il messaggero viene tradotto nel citoplasma. Negli eucarioti esistono 3 diverse RNA polimerasi. La RNA polimerasi di tipo II trascrive geni che codificano prodotti proteici, le altre due polimerasi trascrivono geni che codificano RNA stabili, la RNA polimerasi di tipo I trascrive gli RNA ribosomali maggiori 18 S, 28 S e 5,8 S mentre la RNA polimerasi III trascrive piccoli RNA citoplasmatici quali tRNA ed RNA 5S e 7S. La RNA polimerasi II trascrive una copia completa del gene contenente regioni esoniche e introniche ed il prodotto viene indicato come trascritto primario. Il trascritto primario  inizia con una struttura detta cap al 5' e termina con una coda di poli-A al 3'. Sia il cap che la coda poli A vengono aggiunti molto presto al trascritto primario. Il CAP al 5' viene aggiunto dall'enzima nucleare guanilil-transferasi che aggiunge una guanosina trifosfato catalizzando la formazione di un legame 5'-5' tra il primo nucletide trascritto e il GTP. Il nuovo nucleotide è pertanto in orientamento opposto a quello degli altri nucleotidi ed è soggetto a varie metilazioni, di cui la più importante avviene nella posizione 7 della guanina (enzima: guanina7 metil transferasi). La generazione di una coda poli-A opportuna richiede l'azione di una endonucleasi che taglia l'RNA e di una polimerasi che sintetizza la coda poliA e di una componente che riconosce la sequenza AAUAAA. Specificity factor  è costituito da 3 subunità che legano l'RNA che contiene la sequenza AAUAAA. La reazione di poliadenilazione si esplica in due fasi: la prima consiste nell'aggiunta di 10 paia di basi ed è dipendente dalla sequenza di riconoscimento, la seconda porta all'aggiunta di 200 nucleotidi e non necessita di una sequenza di riconoscimento. Questa reazione viene catalizzata dall'enzima poliA polimerasi e il tratto di poliA sia a livello nucleare che a livello citoplasmatico  è associato ad una proteina: poliA-binding protein (PABP) . Questa  proteina di 70 kDa, si lega ogni 10-20 nucleotidi e conferisce all' RNA una maggiore protezione dalla digestione nucleasica. Non tutti i messaggeri sono poliadenilati, per esempio non lo sono gli mRNA degli istoni   (Figura 10.4 - Aggiunta della coda poli-A all'RNA  neosintetizzato).
 
 

NORTHERN BLOT

Il Northern Blot consiste in una separazione elettroforetica di RNA su gel d'agarosio e un successivo trasferimento su un filtro di nitrocellulosa o di nylon, che viene poi ibridato con una sonda opportuna. Per ottenere una buona separazione elettroforetica, è consigliabile utilizzare un gel d'agarosio denaturante e risospendere il campione di RNA, che deve essere analizzato, in un tampone denaturante contenente formammide.

La sonda utilizzata per l'ibridazione corrisponde ad un oligonucleotide, reso precedentemente radioattivo, complementare ad una determinata sequenza dell'RNA che si vuole identificare. Prima di operare l'ibridazione, il filtro viene preincubato con una soluzione di albumina o di polivinilpirrolidone, in modo da evitare reazioni aspecifiche della sonda. Successivamente, si immerge il filtro in una soluzione contenente la sonda radioattiva denaturata, la quale formerà un ibrido con il filamento di RNA immobilizzato sul filtro. Questo ibrido radioattivo potrà essere poi identificato mediante autoradiografia. Durante l'ibridazione, è importante scegliere condizioni sperimentali (temperatura e forza ionica della soluzione) che favoriscano l'appaiamento corretto della sonda con l'RNA. Vengono definite condizioni stringenti, quelle condizioni sperimentali caratterizzate da temperatura elevata e bassa forza ionica che favoriscono appaiamenti molto specifici. Vengono invece definite condizioni di bassa stringenza, quelle condizioni di temperatura e forza ionica in cui vengono favoriti appaiamenti meno specifici.
 

Per capire i motivi per cui si usano queste condizioni sperimentali occorre ricordare brevemente la teoria di denaturazione e rinaturazione degli acidi nucleici.

Denaturazione degli acidi nucleici

La denaturazione del DNA consiste nella separazione completa dei due filamenti complementari che lo costituiscono. Il processo inverso è detto rinaturazione.

Il DNA può essere denaturato quando la soluzione che lo contiene viene riscaldata oltre una certa temperatura. L'aumento della temperatura determina una riduzione delle interazioni legate all'impilamento tra le basi e la rottura dei legami ad idrogeno tra le basi. La denaturazione del DNA può essere seguita misurando le variazioni di assorbimento a 260 nm (la lunghezza d'onda a cui si ha il massimo di assorbimento degli acidi nucleici). La denaturazione comporta un aumento dell'assorbimento.

In Figura 10.5   viene riportata la curva che mostra la variazione di assorbimento di un campione  di DNA in funzione della temperatura, nota come curva di fusione . La temperatura alla quale metà del DNA è denaturata è chiamata  temperatura di fusione (T _f).

Un DNA ricco in A/T fonde più rapidamente di uno ricco in G/C, perché in quest'ultimo le interazioni di impilamento tra le coppie di basi sono più forti.

  La T_f di una molecola di DNA a doppia elica è fortemente  dipendente dalla forza ionica della soluzione in cui si trova. I gruppi fosfato a carica negativa non vengono neutralizzati se la concentrazione salina è bassa , e le repulsioni elettrostatiche causano la separazione dei due filamenti di DNA a temperature minori. Le alte concentrazioni saline, invece, schermano le cariche negative degli atomi di ossigeno dei gruppo fosfato, che vengono quindi neutralizzate e quindi il DNA a doppio filamento si denatura a temperature più elevate. Il confronto delle curve di dissociazione e riassociazione della doppia elica ( "melting e annealing") ( Figura 10.6) dimostra una chiara isteresi tra le due curve che implica la presenza di due cinetiche diverse. Questa isteresi ha implicazioni pratiche nella comprensione di metodiche quali la PCR in cui si utilizzano temperature diverse nella riassociazione dello stampo di DNA con i primer (temperatura di annealing) e nella fase di allungamento (temperatura di "extension" 72&deg;C).

cDNA

Un cDNA è una molecola di DNA a doppia elica sintetizzata sullo stampo di un RNA messaggero. Le metodiche utilizzate per la produzione in vitro di molecole di cDNA sono diverse, tutte prevedono comunque l'utilizzazione della trascrittasi inversa.

  Trascrittasi inversa

I virus vegetali, molti batteriofagi e molti importanti virus animali, tra cui il virus della poliomielite e quelli dell'influenza, molti virus responsabili di tumori ed anche l'HIV (human immunodeficiency virus, virus dell'immunodeficienza umana) sono retrovirus, il loro genoma è costituito da RNA invece che da DNA e la replicazione dell'RNA avviene tramite un enzima chiamato trascrittasi inversa, che non è altro che una DNA polimerasi diretta dall'RNA. La trascrittasi inversa è un enzima multifunzionale contenuto nei virioni e che viene introdotto nella cellula infettata insieme al genoma virale. Questo enzima possiede tre attività enzimatiche, tutte essenziali per la duplicazione virale:

  1.Attività DNA polimerasica diretta dall'RNA, avviene in direzione  5'--> 3' e richiede un primer costituito da una specifica molecola di tRNA, catturata dal virione nella cellula ospite in cui è stato  prodotto. L'estremità 3' del tRNA si appaia alle basi dello stampo di RNA virale vicino all'estremità 5' in corrispondenza del sito di inizio della sintesi del DNA. All'-OH libero in 3' del tRNA primer viene legato il primo desossinucleotide della nuova molecola di DNA. Infatti la trascrittasi inversa trascrive lo stampo di RNA in un filamento di DNA complementare (cDNA), formando un ibrido a doppio filamento DNA/RNA. La fase iniziale della trascrizione termina una  volta che è stato sintetizzato un tratto di DNA complementare alla  sequenza di RNA compreso tra il sito d'inizio della trascrizione e l'estremità 5' della molecola di RNA (   Figura 10.7- Sintesi di una molecola di DNA ad opera della trascrittasi inversa)  .

2.Attività RNasica H, è una attività esonucleasica in grado di degradare specificamente i filamenti di RNA appartenenti ad ibridi RNA/DNA. Mediante questa attività la trascrittasi inversa digerisce la porzione di RNA all'estremità 5' che è già stata replicata nella fase iniziale. In questo modo rimane un tratto di DNA a singolo filamento complementare all'estremità 3' del genoma virale. Si ha quindi l'appaiamento tra queste due sequenze e la replicazione continua sino alla sintesi di un filamento di DNA complementare all'intero RNA virale. A questo punto sia la catena di RNA che l'innesco di tRNA vengono rimossi dall'attività RNasica H.

3.Attività DNA polimerasica diretta dal DNA. Mediante questa attività si ha la replicazione del DNA a singolo filamento che rimane dopo la degradazione da parte dell'RNasi H del genoma virale.

  Al termine si ottiene una molecola di DNA a doppio filamento che può  governare il resto del processo di infezione virale, oppure può essere  integrato nel cromosoma dell'ospite (sotto forma di provirus), dove  può rimanere inattivo per molti anni. Il genoma retrovirale integrato  nel cromosoma dell'ospite, presenta alle estremità due lunghe ripetizioni  terminali (LTR, long terminal repeat) composte da diverse centinaia di coppie  di basi. Le due sequenze LTR hanno lo stesso orientamento e sono necessarie  sia per il processo di integrazione nel genoma ospite, sia per la completa  duplicazione delle estremità del DNA virale (   Figura 10.8 - DNA retrovirale integrato). Il genoma virale contiene  almeno tre geni:

1. Gene gag - codifica per una proteina precursore da cui originano, in seguito a tagli proteolitici, le proteine del capside.

2. Gene pol - codifica per una proteina precursore della trascrittasi inversa, di una proteina di integrazione e di una proteasi.

3. Gene env - codifica per il precursore della glicoproteina dell'involucro virale.

Il promotore della trascrizione di questi tre geni, si trova all'interno della sequenza LTR di sinistra, tuttavia un promotore identico e con lo stesso orientamento si trova anche nella LTR di destra. L'inizio della trascrizione a livello del promotore destro determina la trascrizione dei geni adiacenti dell'ospite. L'integrazione di un DNA retrovirale in un genoma eucariotico può causare l'interruzione di geni eucariotici, ma può causare anche l'attivazione di geni dell'ospite situati a valle che possono essere trascritti utilizzando il promotore retrovirale presente nella LTR destra. In questo ultimo caso si possono avere effetti tossici per la cellula ospite, infatti nel caso in cui il retrovirus si integri vicino ad un gene implicato nella regolazione della crescita cellulare, l'eccessiva espressione di questo gene può condurre al cancro.

  Consideriamo la sintesi del cDNA di un mRNA poliadenilato   (Figura 10. 9 - Sintesi e clonaggio di un cDNA)   .

Si può utilizzare una molecola di mRNA purificata oppure una popolazione di messaggeri presenti nelle cellule di un determinato tessuto. L'mRNA viene incubato con un oligonucleotide formato solamente da timidine (oligo-dT), il quale si appaierà con la sequenza poliA presente all'estremità 3' dell'mRNA. L'oligo-dT funge da innesco per la sintesi di un filamento di DNA ad opera della trascrittasi inversa. Si ottiene quindi un ibrido mRNA-cDNA, da cui l'mRNA può essere rimosso per trattamento con alcali o con la ribonucleasi H (RNasi H). Rimuovendo l'RNA rimane il DNA neosintetizzato a singolo filamento, che tenderà a ripiegarsi all'estremità 3' formando una specie di ansa che può fungere da innesco per l'azione della DNA polimerasi I o più precisamente del frammento di Klenow della DNA polimerasi I, corrispondente alla porzione dell'enzima che conserva l'attività polimerasica ed esonucleasica 3'--->5', ma non l'attività esonucleasica 5'--> 3'.

Si ottiene, quindi, una molecola di DNA in cui i due filamenti sono continui, a causa dell'ansa al 3', la quale può essere rimossa mediante l'azione della nucleasi S1. In questo modo, tuttavia, vengono eliminati alcuni nucleotidi corrispondenti all'estremità 5' del DNA compresi all'interno dell'ansa eliminata. Questo rappresenta un grosso inconveniente, a cui si è cercato di ovviare introducendo alcune modifiche nel protocollo originale.

  E' possibile, ad esempio, operare in maniera che la RNasi H non rimuova  completamente il filamento di RNA, ma vi introduca diversi tagli lasciando  quindi dei piccoli frammenti di RNA appaiati al filamento di DNA. Questi frammenti fungono da innesco per la DNA polimerasi I, che grazie alla sua attività esonuclesica 5'--> 3' è in grado di degradare i frammenti di RNA e di sostituirli con un filamento di DNA continuo. Le regioni a singole elica che rimangono all'estremità del cDNA a doppia elica sono rimosse dall'attività esonuclesica 3'--> 5' della  DNA polimerasi del fago T4. In questo modo si producono molecole di cDNA con estremità piatte (Figura  10.10- Schema per la sintesi di cDNA). Queste molecole possono  essere trasformate in molecole di cDNA con estremità coesive mediante  aggiunta di oligonucleotidi opportuni. Il cDNA sintetizzato viene quindi clonato utilizzando vettori opportuni.

Avendo la possibilità di clonare il cDNA derivante da mRNA è possibile costruire una banca di cDNA.
 
 

cDNA library (banche di cDNA). Queste banche, costruite a partire dall'intera popolazione di mRNA presenti nelle cellule di un tessuto, rappresentano idealmente tutti i geni espressi in quel tessuto in un determinato momento dello sviluppo. Le banche di cDNA derivano dall'mRNA maturo e non dal trascritto primario, quindi hanno il grosso vantaggio di non contenere sequenze introniche e sono perciò meno complesse delle genoteche.

Le banche di cDNA sono estremamente utili, perché nei diversi tipi di cellule sono presenti popolazioni di mRNA differenti. Infatti, mentre le molecole di DNA genomico sono identiche in quasi tutte le cellule dell'organismo, le popolazioni di mRNA differiscono a seconda della funzione particolare svolta da ogni tipo di cellula.
 
 

Digestione del DNA mediante enzimi di restrizione
 

Il DNA genomico, come tale può essere difficilmente analizzato e manipolato. La possibilità di frammentare il DNA in tratti più o meno lunghi provocando interruzioni in posizioni particolari ha rappresentato un enorme progresso delle tecniche di biologia molecolare. A questo scopo possono essere utilizzati una serie di enzimi noti come enzimi di restrizione che possono tagliare il DNA a doppia elica in punti particolari. Queste endonucleasi di restrizione sono di origine batterica e la loro funzione biologica consiste nel riconoscimento e nella digestione di DNA eterologo (per esempio, il DNA di un virus infettante). Il DNA della cellula batterica non viene digerito, perché la sequenza riconosciuta dalla endonucleasi di restrizione è metilata (e pertanto protetta) da una specifica DNA metilasi del battere.

Esistono tre diversi tipi di enzimi di restrizione, designati come I, II e III. Quelli utilizzati maggiormente nelle tecniche di biologia molecolare, sono quelli di tipo II, che hanno la proprietà di tagliare il DNA all'interno della stessa sequenza di riconoscimento. Questi enzimi riconoscono sequenze specifiche corrispondenti nella maggior parte dei casi a 4 o 6 basi, inoltre queste sequenze sono generalmente palindromi e pertanto identiche se lette in direzione 5'--> 3' sia su un filamento che sull'altro.

Alcune endonucleasi di restrizione scindono entrambe le catene di DNA in modo tale da non lasciare basi non appaiate in entrambe le estremità; tali estremità vengono spesso chiamate estremità non coesive (o estremità piatte). Altri enzimi di restrizione possono, invece, tagliare il DNA in modo asimmetrico così da lasciare le estremità 5' più lunghe (5' protruding) o più corte (5' recessed). Se avviene un tale tipo di interruzione le estremità residue sono dette coesive o appiccicose, perché possono appaiarsi tra loro o con le estremità coesive complementari di altri frammenti di DNA (Tabella di alcuni enzimi di restrizione).

Infatti, la presenza di estremità appiccicose può favorire oltre alle interazioni intramolecolari anche quelle intermolecolari. Ovvero la saldatura delle estremità di una doppia elica di DNA con quella di un'altra elica tagliata con lo stesso enzima. La possibilità di saldare tra loro sequenze di DNA di origine diversa è alla base delle tecniche di ingegneria genetica.

La risaldatura delle estremità interrotte richiede l'intervento della DNA ligasi che catalizza la formazione del legame fosfodiestereo tra l'-OH in 3' di una base e il gruppo fosfato in 5'di un'altra base contigua.

Meccanismo d'azione della DNA ligasi. La DNA ligasi catalizza  la formazione di un legame fosfodiestereo tra un 3'-OH e un 5'-P di due nucleotidi.  Il meccanismo d'azione di questo enzima prevede dapprima la formazione di  un intermedio, in cui l'enzima viene adenilato all'e   -NH₂ di un residuo di Lys. Il donatore di AMP per l'enzima di  E.coli è il NAD, mentre la DNA ligasi degli eucarioti e del batteriofago  T4 utilizza a questo scopo l'ATP   (Figura 10.11- Meccanismo d'azione della DNA  ligasi). L'enzima così attivato, adenila il fosfato all'estemità  5' del DNA substrato, attivandolo quindi per l'attacco nucleofilico da parte  del 3'-OH, con conseguente formazione del legame fosfodiestereo ed eliminazione  di AMP.

La lunghezza media dei frammenti di DNA, prodotti dalla scissione del DNA genomico con un enzima di restrizione, dipende dalla frequenza con cui un particolare sito di restrizione compare in una molecola di DNA; questo a sua volta dipende dalla lunghezza della sequenza di riconoscimento. Usando enzimi che riconoscono 4 nucleotidi si ottengono frammenti che in media hanno una lunghezza di alcune centinaia di nucleotidi, mentre usando enzimi che riconoscono sequenze di 6 nucleotidi, i frammenti prodotti hanno una lunghezza di alcune migliaia di nucleotidi; utilizzando enzimi che riconoscono sequenze di 8 nucleotidi si ottengono frammenti di circa 1 milione di paia di basi.

Data la riproducibilità e la precisione con cui le endonucleasi di restrizione agiscono, è possibile utilizzare questi enzimi per descrivere a livello molecolare un frammento più o meno lungo di DNA, individuando in esso diversi siti riconosciuti da questi enzimi. Si ottengono, in questo modo, le cosiddette mappe di restrizione.
 

Dopo che una molecola di DNA è stata scissa in frammenti, questi possono essere separati in elettroforesi.

L'elettroforesi più comunemente utilizzata a questo scopo, è quella su gel di agarosio, che permette di separare frammenti di lunghezza variabile da 100 a 1000-2000 nucleotidi. Si utilizzano gel a concentrazione di agar variabile tra l'1 e il 2,5 % e l'agar utilizzato può avere un diverso punto di fusione. Con i cosiddetti agar "low melting" è possibile recuperare dal gel un frammento di DNA. In questo caso, infatti, riscaldando il gel ad una temperatura di 60&deg;C, il gel si liquefa e il DNA va in soluzione. A questo punto si può precipitare il DNA, dopo averlo liberato da eventuali impurità derivate dal gel.

  Alla fine della corsa elettroforetica è possibile visualizzare i diversi frammenti mediante colorazione con etidio bromuro, una sostanza in grado di legarsi al DNA e di emettere una luce rosa-arancione se colpita da raggi UV. In questo modo, tuttavia, se i frammenti di DNA sono molti, si osserverà una specie di banda continua lungo tutto il gel. Quindi, nel caso si voglia identificare specifici frammenti è opportuno trasferire il campione dal gel di agaroso ad un filtro di nitrocellulosa (Southern blot) e quindi identificare il frammento utilizzando una sonda specifica   (Figura 10.12 - rappresentazione schematica di un Southern  blot). Le procedure per il Southern e la successiva ibridazione con la  sonda radioattiva sono simili a quelle già descritte per il Northern  blot nel caso dell'RNA.
 
 

Metodi di marcatura delle sonde

Con il termine di sonda (probe) si indica un frammento specifico di DNA (o RNA) reso radioattivo. Solitamente come sonde vengono utilizzati degli oligonucleotidi, cioè dei brevi (20 o più nucleotidi) filamenti lineari di DNA sintetizzati chimicamente. Questa sintesi viene realizzata automaticamente dai sintetizzatori di oligonucleotidi, apparecchi che possono produrre quantità anche elevate dell'oligonucleotide corrispondente alla sequenza da noi desiderata.

Esistono diversi metodi che possono essere utilizzati per rendere radioattivi i frammenti di DNA o RNA. Questi metodi permettono di marcare la molecola di acido nucleico o alle due estremità (5' o 3') o in tutta la sua lunghezza.

Un metodo di marcatura all'estremità 5' prevede il trattamento del frammento di DNA, che si vuole marcare, dapprima con una fosfatasi alcalina, un enzima in grado di eliminare il gruppo fosfato all'estremità 5'. Il DNA così defosforilato viene trattato con la polinucleotide chinasi, un enzima capace di catalizzare il trasferimento dell'atomo di fosforo in g dell'ATP ad un terminale 5'&ndash;OH defosforilato di un acido nucleico. Se si utilizzano molecole di ATP marcate radioattivamente al fosforo in g , la reazione catalizzata dalla chinasi permetterà di ottenere un frammento di DNA marcato all'estremità 5'.

Se, invece, si vuole marcare un acido nucleico all'estremità 3', si può usare la terminal trasferasi, un enzima che catalizza l'aggiunta di ~ 20-30 deossinucleotidi all'estremità 3'-OH di un filamento di DNA. Se come substrato della terminal trasferasi si utilizzano nucleotidi trifosfati marcati con ³²P in posizione a, la coda di nucleotidi che viene aggiunta al filamento di DNA conterrà un atomo di fosforo radioattivo per ogni base.
Il metodo più usato per marcare un frammento di DNA in tutta la sua  lunghezza è la cosiddetta nick-translation. Questo metodo prevede  l'utilizzazione di un frammento di DNA a doppia elica. Si fa agire in un primo tempo l'endonucleasi Dnasi I in grado di catalizzare la scissione  di un legame fosfodiestereo 5' P-3' OH su un filamento di DNA, si produce  in questo modo un nick, cioè un taglio in un punto dell'elica  del DNA. Si può quindi aggiungere la DNA polimerasi I e i 4 desossiribonucleotidi  trifosfati marcati al fosforo in a. A partire dal taglio prodotto sul filamento di DNA, la polimerasi I eliminerà  i nucleotidi freddi mediante l'attività esonuclesica 5' ---> 3' e li sostituirà con nucleotidi marcati mediante la  propria attività polimerasica.
 
 

Mappe di restrizione in diagnostica molecolare

La proprietà di specificità di riconoscimento e taglio del  DNA ad opera di enzimi di restrizione viene ampiamente utilizzata in diagnostica  di malattie causate da mutazioni, delezioni ed inserzioni che modificano la dimensione dei frammenti di DNA che si possono ottenere da un tratto di DNA mediante un enzima di restrizione. La combinazione di amplificazione di frammenti di DNA e digestione con enzimi di restrizione specifici offre un sistema di elevata rapidità e accuratezza per la diagnosi di mutazione. Viene presentato in Figura  10.13  il caso  di una famiglia affetta da patologia autosomica dominante che si trasmette  con mutazione puntiforme sulla proteina apolipoproteina A1 e che comporta  la sostituzione di Leu con Ser nella posizione 174 della sequenza della proteina, mutazione causata dalla transizione T-C al nucleotide 2069 del gene. La mutazione implica la formazione di una sequenza di riconoscimento per l' enzima di restrizione EagI , infatti dalla sequenza a doppia elica

si passa alla sequenza a doppia elica

che viene riconosciuta da questo enzima di restrizione di tipoII e tagliato in corrispondenza delle frecce. L'associazione di PCR e digestione con enzima di restrizione offrì la possibilità ( Obici et al.) di associare la presenza della mutazione alla malattia in un soggetto vivente e in un parente deceduto per identica patologia molti anni prima e di cui si conservava piccolissima quantità di tessuto fissato in formalina.

Un esempio classico di una malattia causata da una mutazione puntiforme sul DNA è l'anemia falciforme, causata dalla sostituzione di una A con una T nel sesto codone del gene per la b globina. Il codone alterato determina la sostituzione del Glutammico in posizione 6 della catena b con una Valina. Questa sostituzione amminoacidica determina un difetto strutturale della molecola della globina, la quale tende a polimerizzare e a formare aggregati quando si trova nella forma deossigenata. Gli aggregati precipitano all'interno del globulo rosso determinandone una distorsione della membrana plasmatica e l'assunzione della caratteristica forma a falce, da cui il nome della malattia. I globuli rossi così alterati risultano più fragili ed emolizzano più facilmente, inoltre restano intrappolati nei piccoli vasi sanguigni alterando la circolazione e provocando danni a numerosi organi.

L'anemia falciforme ha un'elevata incidenza soprattutto tra la popolazione africana (circa 4 casi ogni 1000 nascite) nell'ambito della quale si possono avere sia pazienti omozigoti per questo difetto genetico, sia eterozigoti. Questi ultimi sono solitamente asintomatici, mentre gli omozigoti soffrono di una grave anemia e presentano danni a numerosi organi, come le ossa, i reni e il sistema nervoso centrale. I pazienti omozigoti possiedono, infatti, solo l'emoglobina S (emoglobina con catena b mutata) mentre gli omozigoti hanno sia l'emoglobina S che l'emoglobina A (la forma normale). La frequenza del gene per l'anemia falciforme in Africa è strettamente correlata all'incidenza della malaria, tale correlazione è da imputare al fatto che il tratto falciforme aumenta di poco, ma in maniera significativa il grado di protezione contro la forma più letale della malaria, forse accelerando la distruzione degli eritrociti infetti. Si è riscontrato infatti che gli individui eterozigoti, per il difetto genetico causa dell'anemia falciforme, sono più resistenti alla malaria rispetto agli individui che non possiedono tale difetto.

La sostituzione del Glutammato con la Valina nella posizione   b6 dell'emoglobina S è dovuta alla trasformazione della tripletta GAG codificante il Glu nella tripletta    GTG codificante la Val. La sequenza GAG dell'allele normale fa parte della sequenza CCTGAGG  la quale viene riconosciuta dall'enzima di restrizione MstII. La mutazione non permette all'enzima di riconoscere questa sequenza. Per questo motivo la digestione della catena b dell'emoglobina S con l'enzima MstII produce un frammento di 1,3 kb, mentre dalla digestione della catena b dell'emoglobina A si ottiene un frammento di 1,1 kb. I frammenti ottenuti possono essere separati in elettroforesi  ed identificati con il Southern blotting ( Figura10. 14 - Determinazione della presenza di un allele falcemico) (Figura10. 15 - Separazione elettroforetica dei frammenti ottenuti dal gene  della catena beta dell'emoglobina) .

La diagnosi dell'anemia falciforme può essere eseguita su campioni di DNA estratti da qualsiasi tipo di cellula, è possibile anche una diagnosi prenatale nelle prime fasi della gravidanza. Si può, infatti, analizzare il DNA estratto dagli amniociti, cellule di natura fibroblastica originate dalla desquamazione di tessuti fetali presenti nel liquido amniotico in cui è immerso il feto. Mediante questa tecnica, che prende il nome di amniocentesi, è possibile prelevare 20-30 ml del liquido amniotico ed eseguire l'analisi del DNA fetale. E' stata messa a punto anche una metodica che permette nel primo trimestre di gravidanza l'analisi del DNA embrionale estratto da un villo coriale.

Mappe di restrizione negli studi di linkage (Restriction length polymorphism- RFLP)

La coesistenza di più alleli in uno stesso locus genico viene definito come polimorfismo genetico e un allele viene definito come polimorfico se è presente con una frequenza di almeno l'1% in una popolazione. La base del polimorfismo risiede in mutazioni che modificano funzioni di proteine che hanno ricadute sul fenotipo. Ci possono essere mutazioni che non hanno nessun effetto sulle proteine e questo polimorfismo genomico può essere messo in evidenza con la sequenza nucleotidica o più semplicemente e velocemente con mappe di restrizione. In quest' ultimo caso il criterio diagnostico deriva dal pattern dei frammenti prodotti dal taglio con un enzima di restrizione. Se un sito di taglio è presente in un genoma e assente in un altro avremo nel primo caso due frammenti di DNA e nel secondo caso un frammento solo di dimensioni uguali alla somma dei primi due. Una differenza nella mappa di restrizione di due individui è chiamata RFLP (restriction length polymorphysm). In questo modo si valuta direttamente il genotipo dei soggetti. Una frequenza di ricombinazione può essere misurata tra un particolare fenotipo e un pattern di una mappa di restrizione.

Un tipo particolare di polimorfismo è quello dovuto non ad una mutazione, ma a variazioni reali di lunghezza di alcuni tratti del genoma compresi tra due punti fissi e appartenenti ad individui differenti. Spesso queste regioni sono costituite da brevi sequenze di 10-20 coppie di basi ripetute per un numero di volte variabile da individuo ad individuo. Nel caso in cui il DNA venga frammentato con enzimi di restrizione che riconoscono sequenze al di fuori di queste regioni ripetute, si otterranno frammenti di lunghezza differente. Queste regioni prendono il nome di regioni ipervariabili o anche minisatelliti e rappresentano dei marcatori genetici. Questo polimorfismo di lunghezza è talmente caratteristico di ciascun individuo che può essere utilizzato per l'attribuzione della paternità o per l'identificazione di una determinata persona, ad esempio nelle cause penali.

In questo tipo di analisi, il DNA viene digerito con enzimi di restrizione opportuni e i frammenti ottenuti vengono ibridati con una o più sonde marcate. Si potrà osservare una serie di bande di ibridazione. Ogni singola banda viene ereditata di generazione in generazione come un carattere mendeliano e l'insieme di queste bande rappresenta il fingerprint molecolare di un individuo e lo identifica in modo inconfondibile.

Polymerase chain reaction

Questa tecnica permette di amplificare in vitro sequenze specifiche di DNA  che siano delimitate alle estremità 5' e 3' da regioni di DNA a sequenza  nota. Si deve disporre di due oligonucleotidi costituiti da almeno 10-15 nucleotidi che siano complementari a tali sequenze delimitanti. Si opera in modo da dissociare il doppio filamento di DNA con un aumento della temperatura fino a 95&deg;C, successivamente si abbassa la temperatura a un punto tale che gli oligonucleotidi (in grande eccesso molare rispetto al DNA stampo) possano associarsi alla sequenza di DNA complementare e infine si sfrutta la proprietà della DNA polimerasi di catalizzare l'allungamento del primer complementare in presenza di desossinucleotidi trifosfati e tamponi opportuni. Il completamento della reazione comporta la sintesi di un nuovo filamento di DNA complementare al DNA stampo. La sintesi di un nuovo filamento di DNA può essere ripetuta dalla successione dei tre momenti della reazione (1&deg; dissociazione del doppio filamento; 2&deg; associazione del DNA a singolo filamento con oligonucleotidi; 3&deg; allungamento catalizzato dalla DNA polimerasi) per un numero variabile di volte (circa 30 volte) (Figura -10.16) . E' intuitivo  che ogni filamento di DNA neosintetizzato diventa esso stesso lo stampo per la sintesi di un nuovo filamento di DNA e da questo deriva il concetto di "reazione a catena". Le prime reazioni comportano la sintesi di filamenti di DNA che ovviamente non terminano esattamente nella zona delimitata dal primer anti parallelo, ma l'interruzione avviene quando il filamento viene sintetizzato su un stampo di DNA che sia stato esso stesso il prodotto di reazione innescato da un primer anti parallelo (vedi schema). Anche se la reazione di amplificazione è estremamente efficiente ed esponenziale,  essa non è illimitata. L'effetto limitante si accentua negli ultimi  cicli di amplificazione ed è legato alla progressiva denaturazione  dell' enzima, ma anche all'aumento degli strands di DNA che si possono riassociare  tra loro, infatti i neo-strands competono con gli oligonucleotidi (primers)  . La tecnica di PCR è stata inventata nel 1985 da Kary Mullis ( Science 230, pag 1350- 1985) e questa scoperta gli è valsa la  conquista del premio Nobel per la chimica del 1993. L'originale protocollo  di amplificazione prevedeva l'uso del frammento di Klenow della polimerasi  di E.coli che però è termolabile e pertanto si doveva aggiungere  enzima ad ogni ciclo di amplificazione. In breve tempo furono introdotte due innovazioni che resero la metodica estremamente efficiente:

1. L'uso di DNA polimerasi termostabile che rende superflua l'aggiunta di nuova polimerasi ad ogni ciclo. La prima polimerasi termostabile introdotta fu quella estratta dal Termus acquaticus e questa polimerasi indicata come Taq polimerasi è ancora stabile a 95&deg;C. Questa termostabilità aumenta la specificità della reazione perchè il DNA viene ricopiato a 72&deg;C e non a 37&deg;C. La Taq polimerasi è però priva di funzione esonucleasica 3'-&raquo;5' e pertanto compie più errori del frammento di Klenow del E.coli. Altre polimerasi sono state poi introdotte come quella estratta dall' ipertermofilo Pyrococcus Furiosus che presenta una temperatura di "ottima crescita" intorno ai 100&deg;C e tale polimerasi che presenta una importante funzione esonucleasica 3'-&raquo;5' è nota nei laboratori come vent polimerasi o pfu polimerasi. La fedeltà di trascrizione della Vent polimerasi è considerata di almeno 10 volte superiore alla Taq. Bisogna avere l' accortezza di aggiungere l'enzima come ultimo reagente perchè in assenza di dNTP l'attività esonucleasica comporterebbe una degradazione dei primer. E' inoltre interessante ricordare che la Pfu polimerasi incorpora con efficienza 10 volte superiore rispetto alla Taq l'a-35S dATP che viene utilizzata nel sequenziamento del DNA con metodo enzimatico.

2. Lo sviluppo di apparecchiature automatizzate (termostati a cicli "thermal cyclers") che permettono l'automazione dei cicli di riscaldamento e raffreddamento.Vengono utilizzati vari tipi di sistemi: riscaldamento e raffreddamento con fluidi; riscaldamento con resistenza elettrica e raffreddamento con fluidi; riscaldamento da resistenza elettrica e raffreddamento con semiconduttori (sistema Peltier)

Plasmidi

I plasmidi sono elementi genetici batterici che si replicano indipendentemente dal cromosoma, perchè contengono una propria origine di replicazione. I plasmidi vivono soltanto a livello intracellulare e in questa sede è a volte difficile distinguerli da un acido nucleico virale. Si pensi ad esempio a un profago come il P1. Quasi tutti i plasmidi sono costituiti da DNA a doppia elica circolare anche se si conoscono alcuni plasmidi con DNA lineare. Inoltre un plasmide contiene uno o più geni codificanti la resistenza ad antibiotici.

Alcuni dei plasmidi dei batteri gram- sono caratterizzati da una forma di replicazione bidirezionale, mentre altri presentano una replicazione monodirezionale che si compie in media in 1/10 del tempo necessario alla replicazione del DNA cromosomico. Molti plasmidi dei gram positivi si replicano con un meccanismo denominato "rolling circle mechanism" tipico del piccolo fago f X174 che dà luogo ad un intermedio a singolo filamento (vedi schema ).

  I diversi plasmidi sono contenuti all'interno della singola cellula  in numero variabile da 2-3 ad oltre 100 e il numero di plasmidi per singola  cellula viene chiamato "copy number". Alcuni batteri possono contenere plasmidi  tra loro diversi (plasmidi compatibili) mentre in altri casi il trasferimento  di un nuovo plasmide in batteri che già ne ospitano, porta alla scomparsa  di una delle specie plasmidiche (plasmidi incompatibili). Alcuni plasmidi  hanno la possibilità di integrarsi all'interno del cromosoma  e in questo caso la loro replicazione è governata da quella del DNA  cromosomiale. Questi plasmidi che si integrano vengono chiamati episomi. Alcuni procarioti possono acquisire molecole di DNA dall'esterno, ma più frequentemente il passaggio di un plasmide da un battere all'altro avviene attraverso la cosiddetta coniugazione   (Figura 10.17). La trasmissibilità  attraverso il meccanismo della coniugazione è controllata da un gene  all'interno del plasmide che viene chiamato gene tra. Se il plasmide viene integrato nel DNA cromosomiale il gene tra è in grado di provvedere alla mobilizzazione di DNA cromosomiale da una cellula all'altra. Alcuni plasmidi " coniugativi" sono in grado di trasferire porzioni di DNA cromosomiale tra organismi geneticamente molto diversi. Possono trasferire DNA tra batteri gram+ e gram-, tra batteri e cellule delle piante e tra batteri e funghi.

Quasi per definizione i batteri devono possedere i geni necessari alla loro replicazione, ma oltre a questi possono contenere una serie di geni che conferiscono all'ospite particolari proprietà. Una delle proprietà più importanti che un plasmide trasferisce al suo ospite è la resistenza ad antibiotici. Questa proprietà può essere facilmente trasferita tra batteri di ceppi diversi attraverso il meccanismo della coniugazione. I fattori responsabili della resistenza possono sintetizzare un inibitore del meccanismo di assorbimento dell'antibiotico oppure possono sintetizzare un enzima detossificante. Oltre alla resistenza ad antibiotici alcuni plasmidi possono essere responsabili della sintesi di fattori che conferiscono al battere un particolare virulenza quali la capacità di colonizzare particolari tessuti (tipo "colonization factor antigen") o la sintesi di vere tossine (vedi emolisina, fibrinolina, coagulasi o enterotossine). Alcuni plasmidi contengono i geni per peptidi definiti "batteriocine" che hanno attività batteriostatica o batteriocida su ceppi simili o diversi (vedi ad esempio le colicine).

La proprietà dei plasmidi di essere del materiale genetico che si replica autonomamente li rende dei potenziali vettori per il clonaggio di DNA però i plasmidi naturali spesso non hanno tutte le caratteristiche utili al loro uso come vettori di DNA. Queste caratteristiche sono:

In Figura 10.18   viene riportata la mappa genetica di uno dei vettori meglio studiati: il pBR322 in cui sono distinguibili i siti di riconoscimento degli enzimi di restrizione  BamH1, Sal I, Hind III e Pst I e i geni per la resistenza a tetraciclina e ampicillina (tet ^R  e amp ^R). Questo plasmide ha inoltre  la proprietà di essere contenuto in un alto numero di copie nell'ospite  batterico e di avere una bassa tendenza a trasferirsi in altri batteri.

Tecniche di clonaggio

  Clonare significa inserire un frammento di DNA in un vettore (la nuova molecola  che si ottiene prende il nome di DNA ricombinante), introdurre questa  nuova molecola in una cellula ospite e successivamente isolare il clone cellulare  che contiene la molecola di DNA ricombinante. Come vettore può essere  utilizzato un qualsiasi DNA che contenga un'origine di replicazione e sia  capace di replicarsi in una cellula ospite in cui viene inserito (normalmente  la cellula ospite è una cellula batterica, anche se alcuni geni possono  essere clonati in cellule eucariotiche). I vettori più comunemente  utilizzati sono i plasmidi o i cromosomi fagici. Nella preparazione della  molecola di DNA ricombinante si utilizza un frammento ottenuto mediante l'azione  di un enzima di restrizione. Questo frammento viene inserito all'interno di un plasmide tagliato con lo stesso enzima. L'inserimento stabile del frammento  nel vettore lo si ottiene mediante l'azione della DNA ligasi che catalizza  la formazione di legami covalenti tra le estremità delle due specie  di DNA. Al termine di questa reazione si ottengono due tipi di molecole: il plasmide rinchiuso su sé stesso e il plasmide contenente l'inserto.  Entrambi vengono inseriti nel batterio ospite dove si potranno replicare ( Figura 10.19 - Clonaggio di un frammento di DNA in un vettore plasmidico ). Il processo di inserimento prende il nome di trasformazione  e i batteri ospiti che vengono utilizzati sono batteri opportunamente preparati, che sono stati cioè resi competenti.

I batteri sono resi competenti mediante trattamento con cloruro di magnesio, cloruro di manganese o cloruro di calcio, in modo da aprire piccoli pori sulla parete batterica.

La trasformazione si ottiene mettendo a contatto il DNA ricombinante con le cellule competenti e sottoponendo la miscela a breve shock termico. Non tutte le cellule batteriche capteranno il DNA estraneo, sarà quindi necessario operare uno screening in modo da identificare i batteri contenenti il gene che si vuole clonare. A questo scopo si fanno crescere le cellule in un terreno selettivo contenente un antibiotico per il quale il plasmide, utilizzato come vettore, porta la resistenza: su questo terreno potranno crescere solo quelle cellule che hanno captato il plasmide. E' poi necessario distinguere le cellule che hanno captato il plasmide richiuso su sé stesso da quelle che invece contengono il plasmide con inserito il frammento di DNA che si vuole clonare. A questo scopo si può procedere in diversi modi:

La tecnologia del DNA ricombinante ha trovato numerosissime applicazioni pratiche, tra queste vogliamo ricordare il clonaggio e l'espressione in E.coli di un gene codificante l'insulina umana. Questo risultato è stato ottenuto nel 1977, e a partire dal 1982 l'insulina ricombinante è stata messa in commercio per essere utilizzata nella cura del diabete. Tra le altre proteine ricombinanti prodotte e commercializzate possiamo citare alcuni fattori della coagulazione del sangue, altri ormoni polipeptidici (ad es. l'ormone ipofisario della crescita) e gli interferoni.

Clonaggio in vettori fagici

I fagi (o batteriofagi) sono strutture biologiche complesse in grado di fissarsi alla parete batterica e quindi introdurre il loro DNA all'interno del batterio. Questo processo prende il nome di trasfezione.

Alcuni batteriofagi una volta penetrati all'interno del batterio possono seguire due diverse vie di sviluppo: moltiplicarsi all'interno della cellula e quindi distruggere il batterio (via litica) o inserire il proprio DNA nel genoma del batterio e rimanere quiescenti fino a quando non intervengono condizioni specifiche in grado di riattivarli (via lisogena ), in questo caso la maggior parte delle funzioni del fago vengono spente e il DNA virale prende il nome di profago. Questi tipi di fagi prendono il nome di fagi temperati. Uno di questi, forse il meglio conosciuto, è il fago lambda . E' formato da una molecola di DNA lineare a doppia elica di 48 kb, circondata da un rivestimento proteico. Entrambi le estremità del DNA presentano una sequenza di 12 basi a singolo filamento e complementari tra loro. Queste sequenze si chiamano estremità coesive e possono appaiarsi, vengono indicate con le sigle cosL (sequenza all'estremità sinistra) e cosR (sequenza all'estremità destra). In effetti, queste estremità si appaiano dopo che il DNA fagico è penetrato all'interno del batterio. Una DNA ligasi batterica catalizza la formazione del legame fosfodiestereo tra le diverse estremità con la formazione quindi di una molecola di DNA l circolare, in grado di replicarsi.

La replicazione di questa molecola di DNA comporta la formazione di un lunghissimo  filamento di DNA chiamato concamero, costituito da molti geni fagici completi  uniti tra di loro in modo continuo. Contemporaneamente sfruttando l'apparato  trascrizionale e traduzionale del batterio, i geni virali dirigono la sintesi  delle proteine che costituiscono la testa e la coda di cui sono costituiti  i fagi maturi. Queste proteine sono in grado di assemblarsi spontaneamente  a formare la testa e la coda dei nuovi fagi. Una volta che si è formata  la testa, in questa viene inserito un singolo genoma virale neosintetizzato  di 49 kb. Questo è possibile grazie ad un particolare procedimento che prevede l'introduzione all'interno della testa dapprima dell'estremità cosR del DNA virale. Appena l'altra estremità (cos L) dello stesso genoma è entrata anch'essa nella testa, il lungo filamento di DNA viene tagliato in corrispondenza della stessa estremità grazie alla proteina A. Alla testa completa di DNA si salda la coda e il fago è quindi completo e pronto ad uscire dalla cellula batterica lisata (Figura 10.21 - Ciclo litico del fago  lambda).

I fagi possono essere utilizzati come vettori in quanto presentano alcuni vantaggi rispetto ai plasmidi:

 La strategia di espressione di proteine in microorganismi richiede l'inserimento  del gene che dovrà essere tradotto all'interno di opportuni vettori  che permettano l'espressione proteica una volta inseriti in un ospite batterico.  Particolari vettori sono costruiti in modo da integrare il gene da esprimere  all'interno del genoma stesso dell'ospite, altri vettori plasmidici permettono  l'espressione della proteina senza una integrazione cromosomica. Alcuni plasmidi sono stati modificati in modo da rendere agevole il clonaggio e la trascrizione del gene estraneo controllabile. Il cDNA da esprimere dovrà essere posto sotto il controllo di un promotore di un gene procariotico in modo che la fase di sintesi della proteina possa essere controllata con un induttore. La zona al 5' del gene da esprimere presenta una sequenza indicata come sequenza di Shine e Dalgarno. Questa sequenza (5'AGGAGG3') è complementare a una breve sequenza presente sull'RNA ribosomale 16 S e permette l'aggangio del RNA messaggero al ribosoma. La gran parte dei geni strutturali di E.coli presentano all'interno del promotore due regioni con sequenza conservata  che vengono riconosciute in maniera specifica dall'RNA polimerasi. La sequenza  di una di queste regioni è TATAAT (Pribnow box) mentre l'altra regione  ha solitamente la sequenza TTGAC. Il Pribnow box e il TGAC sono rispettivamente  situati a -10 e -35 bp dal sito di inizio della trascrizione che viene indicato  come +1. La zona che è compresa tra il Pribnow box e il punto di inizio  della trascrizione è fondamentale al fine di rendere la trascrizione  realizzabile. Si sono evoluti numerosi e sofisticati meccanismi che attivano  o inibiscono la trascrizione. Uno dei sistemi più noti è basato  sulla presenza di un repressore proteico che lega il DNA in questa zona e  che impedisce il legame della RNA polimerasi. Si riporta l'esempio del controllo  dell'operone Lac che in varie forme viene utilizzato in molti vettori modificati  per la espressione di proteine ricombinanti. L'operone del lattosio è  costituito da tre geni strutturali tra loro collegati che codificano per tre enzimi necessari all'utilizzo del lattosio: beta galattosidasi, beta galattoside permeasi e tiogalattoside transacetilasi. Il Lac operon comprende anche un promotore in cui si può riconoscere una sequenza chiamata operatore, a cui si lega una proteina che funge da repressore della trascrizione dei tre geni strutturali e che viene codificata da un gene i (gene regolatore)  che si trova accanto al Lac operon. Il promotore contiene anche un sito di legame per la proteina CRP (proteina recettrice del cAMP)   (Figura 10.22 - Mappa dell'operone del lattosio). In assenza di lattosio il repressore si lega al promotore ed impedisce la trascrizione dei tre geni strutturali. In presenza di un induttore quale il lattosio o l'allolattosio (Gal   b(1-->6) Glc), questi si legano ad un sito specifico presente  sul repressore determinando un abbassamento dell'affinità del repressore  per l'operatore (Figura 10.23   - Inibizione ed attivazione della trascrizione di  geni strutturali del lac operon). In questo modo la trascrizione  dei tre geni non viene più bloccata. In laboratorio viene generalmente  utilizzato come induttore l'isopropil-beta-tiogalattoside (IPTG ) che ha il vantaggio di indurre l'espressione della beta galattosidasi ma di non essere un substrato per l'enzima stesso. La trascrizione dà luogo alla sintesi di un singolo RNA messaggero policistronico che contiene le copie di RNA corrispondenti ai tre geni strutturali. Il repressore LAC è stato purificato mediante cromatografia di affinità proprio grazie alla sua affinità per l'IPTG. Il repressore è un omotetramero. La proteina lega l'induttore con una Ka di circa 1 x 10⁶M ^-1 e si lega al DNA a doppio filamento con una Ka di 3 x 10⁶ M ^-1. La sua affinità per il promotore Lac è invece molto più alta, la Ka è circa 1 x 10¹³M^-1   . La concentrazione intracellulare del repressore è invece stabilmente  intorno a 1x 10^-8 M. Essendo questa concentrazione di gran lunga  più elevata della costante di dissociazione ne consegue che in assenza  di induttore più del 99% del repressore è legato al promotore.  Il legame del repressore con IPTG abbassa l' affinità del repressore  per il promotore a circa 10 x 10 ⁶M^-1 e pertanto in tali condizioni il repressore si distribuisce aspecificamente e senza effetto  sul resto del DNA. La zona di DNA "promotore" riconosciuta dal repressore  è stata studiata mediante tecniche di "footprinting" (  Figura 10.24 -Sequenza dell'operatore). L'operatore è costituito  da 35 paia di basi e 20 di queste sono protette dal repressore. Varie isoforme  di repressore sono state sequenziate e alcune risolte cristallograficamente  (http://www.expasy.ch/cgi-bin/niceprot.pl?P03024   ).

Si noti come l'operatore sia una sequenza palindrome imperfetta. Il sistema operatore-repressore è inattivo in assenza di galattosidi. Al sistema descritto si associa inoltre un sistema definito di repressione da glucosio. In presenza di abbondanti quantità di glucosio e lattosio E.coli metabolizza esclusivamente glucosio, ma quando il livello di glucosio si abbassa vi è una risposta metabolica complessa che prevede l'attivazione dell'adenilato ciclasi (sensore di bassi livelli di glucosio) e conseguente aumento di cAMP. cAMP si lega ad una proteina (CRP) cAMP receptor protein. Il complesso cAMP-CRP lega con alta affinità una sequenza di DNA a -68 -55 e il complesso con il DNA in questo punto facilita l'aggancio dell'RNA polimerasi che forma un legame più stabile con il promotore.

Il controllo del promotore permette di indurre la sintesi della proteina quando la coltura cellulare ha raggiunto una concentrazione critica. La   Figura 10.25 evidenzia la produzione della proteina che cresce esponenzialmente  dopo l'aggiunta dell'induttore.

Il prodotto proteico ottenuto dalla trascrizione di un cDNA inserito in un vettore di espressione si può ottenere in procarioti come proteina fusa, come proteina nativa integra o ancora come aggregato proteico insolubile (corpi inclusi). Schematicamente di seguito vengono riassunte le caratteristiche principali delle tre tipologie di preparazione della proteina.

CORPI INCLUSI. Se il cDNA non contiene un peptide segnale o ne contiene uno non riconosciuto da "signal peptidasi" del battere ospite è molto probabile che la proteina neosintetizzata tenda ad aggregare all'interno del citoplasma. Il fenomeno dell'aggregazione è favorito dall' elevatissima concentrazione che alcune proteine possono raggiungere nel citoplasma (fino ad 1M). Alcuni metodi sfruttano questa tendenza ad aggregare e prevedono l'utilizzazione di cDNA a cui presentano un un' extra Met al N-terminale. Alla fine dell' induzione le cellule vengono centrifugate e sottoposte a lisi della parete cellulare con lisozima e rottura delle membrane con sonicazione. Queste procedure devono essere condotte a 4&deg;C in presenza di inibitori delle proteasi (tipo PMSF) perchè vi è un elevato rischio che in queste condizioni avvenga una digestione proteolitica massiva. In tamponi acquosi gli aggregati tipici dei corpi inclusi sono insolubili e pertanto facilmente separati con centrifugazione. Il precipitato proteico può essere a questo punto sottoposto a solubilizzazione in solvente caotropo (guanidina o urea > 6 M) e parzialmente purificato mediante ad es. gel filtrazione in guanidina e successivamente sottoposto a procedura di " refolding" (vedi studio del folding delle proteine). Il refolding si compie rimuovendo il caotropo (con pulse dilution o dialisi) e utilizzando vari "trucchi" adattabili alla singola proteina che talora solo il ricercatore che se ne occupa conosce.........

PROTEINA NATIVA. In alcuni casi il cDNA clonato contiene peptidi segnali che indirizzano la proteina trascritta verso il periplasma dei batteri Gram neg. I peptidi segnali hanno una lunghezza variabile di 15-20 residui. La parte centrale della sequenza segnale è generalmente idrofobica, nell'attraversamento della membrana si localizza nella zona idrofobica della membrana stessa mentre una signal peptidasi può efficacemente rimuoverla nel corso dell'attraversamento della membrana citoplasmatica. La proteina ricombinante si accumulerà nel periplasma e da questo compartimento potrà essere estratta.

PROTEINA DI FUSIONE. Spesso proteine eterologhe vengono rapidamente degradate dal ricco repertorio di proteasi batteriche e pertanto la concentrazione della proteina espressa è molto bassa o addirittura assente. Un modo per risolvere questo problema è preparare forme geniche chimeriche in cui al gene di una proteina batterica dotato di promotore regolabile si lega covalentemente al 3' il gene estraneo. Quando il gene batterico viene trascritto, contemporaneamente si trascrive il gene estraneo e il prodotto finale è una proteina parzialmente batterica e parzialmente eterologa. Questa combinazione denominata "proteina di fusione" è spesso molto più resistente alle proteasi e pertanto la resa della produzione più elevata.

Una condizione fondamentale da rispettare è che l'RNA trascritto corrispondente al gene di interesse clonato contenga una sequenza di basi corretta per la produzione della proteina. Il registro di lettura nel passaggio dal gene batterico al gene clonato deve essere tale da mantenere il gene clonato "in frame" ovvero senza che si creino codoni che interrompono la traduzione o comportano una traduzione non corretta. Questo a volte è un passaggio delicato perché questo punto di giunzione è anche il sito di clonaggio dove devono essere contenute la sequenze riconosciute dagli enzimi di restrizione necessari.
 
 

Mutagenesi sito specifica

Il processo che permette di modificare a livello di DNA le regioni codificanti gli amminoacidi è chiamato mutagenesi. Molte metodiche sono state messe a punto, ma in tutte è necessario lavorare su un gene clonato in un vettore. La mutagenesi che sfrutta oligonucleotidi che presentino un limitato disaccoppiamento è attualmente molto utilizzata.

Viene brevemente riportato il metodo che uilizza come vettore il fago M13 .

  Il gene clonato viene inserito nel fago M13 a doppio filamento di DNA; successivamente  il fago M13 in fase litica viene recuperato nello stato a singolo filamento.  A questo punto il fago a singolo filamento viene incubato con un oligonucleotide  complementare ad una porzione del gene di interesse che includa il nucleotide  da mutare. Come schematizzato nella (  Figura 10.26 ). il nucleotide disaccoppiato coincide con il codon del messaggero che deve  essere modificato. L'oligonucleotide si ibriderà se posto in elevate  concentrazioni e condizioni di bassa stringenza (alta forza ionica e temperatura  relativamente bassa). L'ossidrile in posizione 3' diventa sede di innesco  per l'allungamento del filamento di DNA. L'allungamento è reso possibilie  dalla presenza dei quattro desossinucleotidi trifosfati e dal frammento di Klenow della DNA polimerasi di tipo I. La DNA ligasi T4 viene aggiunta in modo da assicurare che l'ultimo nucleotide si unisca al 5' del primer. La molecola di fago M13 richiusa e a doppio filamento in cui la mutazione è presente solo su una delle due catene di DNA viene inserita mediante trasformazione in cellule di E.coli. Le cellule infettate producono particelle virali che danno luogo a placche. Poichè la replicazione del fago è semiconservativa, alla fine della duplicazione, nella fase litica, metà dei fagi a singolo filamento conterrà la mutazione e metà avrà una sequenza wild type. Trasformando nuove cellule di E.coli con questi fagi si avranno pertanto cellule contenenti la mutazione e cellule che conterranno la molecola wild type. La identificazione delle cellule contenenti DNA mutato verrà condotta con ibridazione su colonie utilizzando il primer iniziale. Quando il DNA del fago a doppio filamento è isolato, si procede alla enucleazione dell'inserto con gli enzimi di restrizioni usati nel clonaggio e l'inserto di DNA in cui è inclusa la mutazione può essere inserito in un vettore di espressione quale un plasmide

 La procedura di mutagenesi ha solitamente una resa molto inferiore al 50%  prevista teoricamente. Per migliorare la resa si può cercare di favorire  la sopravvivenza delle cellule che integrino il DNA mutato. Una strategia  consiste nell'inserire il Fago M13 da mutagenizzare in ceppi di E.coli che  siano deficitari dell'enzima dUTPasi e dell'enzima uracyl-Nglicosilasi. Cellule  deficitarie di dUTPasi hanno livelli intracellulari elevati di dUTP e di conseguenza alcune molecole di dUTP sono inserite nel DNA al posto di dTTP. L'assenza di uracyl-Nglicosilasi comporta poi la mancata rimozione del dUTP impropriamente incorporato. Nella fase di replicazione in vitro che si usa per sintetizzare un filamento di DNA completo in cui sia presente una mutazione in assenza di dUTP non si ha nessun improprio inserimento di uracile. Se viene trasformato un ceppo di E.coli che non sia difettivo per l'enzima uracyl-Nglicosilasi,  tutte le uridine vengono rimosse dal filamento originale (filamento stampo)  che viene degradato quindi alla fine si replicherà solamente il filamento  mutato (Figura 10.27   ).

Riportiamo un'altra metodica molto rapida ed efficace per la mutagenesi  sito-specifica di geni clonati in vettori plasmidici (1&deg; step,   Figura 10.27b). Il metodo si basa sull'utilizzo  di due primers complementari alla porzione del gene contenente il nucleotide  da mutare, dell'enzima Pfu DNA polimerasi in grado di replicare con elevata  fedeltà entrambi i filamenti del plasmide (2&deg; step,   Figura 10.27b ). I primers devono  essere selezionati in modo che entrambi contengano la mutazione desiderata  e che siano complementari alla stessa sequenza nucleotidica all'interno dei  due filamenti plasmidici. Il metodo prevede, come in una normale reazione  di polimerizzazione a catena, la successione di: a) denaturazione del plasmide  a 95&deg;C; b) accoppiamento dei due oligonucleotidi alle sequenze complementari  dello stampo ad una temperatura inferiore; c) estensione dei primers, che  contengono la mutazione, ad opera dell'enzima Pfu DNA polimerasi in presenza  dei desossinucleotidi trifosfati e degli opportuni tamponi. La successione  di questi tre passaggi viene ripetuta per un numero di volte in funzione del tipo di mutazione introdotta. Al completamento della reazione si ottiene un nuovo plasmide mutato costituito da due filamenti circolari, entrambi mutati rispetto allo stampo, con le estremità 3' e 5' libere. Il prodotto  della reazione contiene però sia il plasmide mutato che quello non  mutato. Per selezionare il DNA mutato (3&deg; step,   Figura 10.27b) si ricorre ad una digestione con una endonucleasi di restrizione specifica in grado di riconoscere solo il DNA già metilato (parentale). Questo particolare enzima di restrizione Dpn I è stato isolato dal diplococco pneumoniae e ha un'attività paradossa rispetto a quella attesa per gli enzimi di restrizione che generalmente tagliano il DNA non metilato e risparmnaino quello metilato. Il DNA di nuova sintesi non è ancora stato metilato e quindi non è degradato dall'enzima. Il vettore plasmidico mutato, così selezionato, viene quindi trasformato in cellule competenti di Epicurian coli. Dopo la trasformazione le estremità  libere sui due filamenti del plasmide mutato vengono saldate ad opera di una DNA ligasi cellulare.

Metodi per il sequenziamento del DNA

Esistono due metodi che permettono di determinare la sequenza nucleotidica di un frammento di DNA: il primo è il metodo chimico di Maxam e Gilbert, il secondo è il metodo enzimatico di Sanger. Quest'ultimo è senz'altro il più usato.

  Il metodo di Sanger può essere generalmente applicato ad un frammento  di DNA a singolo filamento. Occorre quindi innanzitutto clonare il DNA che  si vuole sequenziare in un vettore che permetta poi di isolarlo come DNA a singolo filamento. Il vettore migliore a questo scopo è il fago M13, un fago filametoso dotato di un DNA circolare a singolo filamento, caratterizzato  tuttavia da una forma replicativa a doppia elica. E' possibile quindi isolare  la forma replicativa (la si può estrarre come un plasmide dal batterio  infettato) a doppio filamento di questo virus e clonare in essa il frammento  di DNA che si vuole sequenziare. Quando le particelle fagiche verranno liberate  nel mezzo di coltura conterranno genomi a singola elica che porteranno inserito  un solo filamento del frammento di DNA estraneo. (Figura  10.28)

Per questo tipo di clonaggio, effettuato ai fini del sequenziamento, si può utilizzare un fago M13 il cui genoma è stato opportunamente modificato, sia per facilitare il clonaggio, sia per permettere un facile riconoscimento delle placche contenenti il fago ingenierizzato. Solitamente, infatti, si utilizzano fagi M13 in cui è stato inserito un adattatore polifunzionale contenente siti di restrizione riconosciuti da diversi enzimi e che facilita quindi l'inserimento del frammento di DNA che si deve clonare, inoltre un oligonucleotide complementare a una sequenza di questa regione potrà fungere da innesco universale (cioè lo stesso oligonucleoide può essere utilizzato per qualsiasi frammento che si vuole sequenziare) per la reazione di polimerizzazione prevista dal metodo di Sanger.

Questo metodo di sequenziamento, infatti, prevede la sintesi di un filamento di DNA complementare a quello clonato. Verrà quindi preparata una miscela di incubazione contenente il fago M13 ingenierizzato, la DNA polimerasi (il frammento di Klenow o altre polimerasi), l'oligonucleotide che funge da innesco (primer) e i diversi nucleosidi trifosfati marcati radioattivamente. Invece di usare nucleotidi radioattivi, si può usare un primer radioattivo.

In realtà, si preparano quattro miscele di reazione ciascuna delle quali contiene oltre alle molecole appena elencate anche un analogo dei nucleotidi: il dideossinucleotide trifosfato, ogni miscela di incubazione ne conterrà uno diverso (ddATP, ddGTP, ddCTP o ddTTP).

L'analogo dideossi dei nucleotidi trifosfati viene incorporato nella catena nascente di DNA, ma una volta inserito ne determina l'interruzione, perché è privo del terminale 3'-OH necessario per formare il successivo legame fosfodiestere. Il dideossinucleotide trifosfato viene aggiunto alla miscela di reazione in quantità limitata (circa un decimo rispetto alla quantità degli altri nucleotidi) in modo tale che venga inserito all'interno del nuovo filamento di DNA solo occasionalmente. In ogni dei quattro diversi campioni la sequenza si interromperà in corrispondenza di una base diversa a seconda del dideossinucleotide trifosfato presente e in ogni campione saranno presenti frammenti di diversa lunghezza, derivanti da tutte le possibili interruzioni.

Le quattro serie di frammenti di terminazione della catena così ottenuti (uno per ogni analogo dideossi) vengono caricati in quattro pozzetti diversi adiacenti sullo stesso gel per la separazione elettroforetica e successivamene visualizzati mediante autoradiografia. Per questo tipo di elettroforesi si deve utilizzare un gel ad alta risoluzione che permetta la separazione di frammenti di DNA che differiscono tra loro anche di un solo nucleotide. Il gel che possiede queste requisiti è un gel di acrilammide e urea molto sottile, di spessore compreso tra 0,3-0,4 mm. L'alto potere risolutivo è garantito dall'acrilammide, mentre l'urea garantisce il mantenimento di ciascun frammento di DNA nello stato denaturato per tutta la durata della corsa elettroforetica, in modo tale che i frammenti non assumano strutture secondarie che potrebbero alterarne la velocità di migrazione. Il voltaggio applicato a questo tipo di gel è molto alto, dai 1000 ai 2500 volt.

  Confrontando la migrazione delle bande nelle quattro corsie si potrà  leggere la sequenza iniziando dal basso, la sequenza che si otterrà  sarà in direzione 5'--> 3'. Se la prima banda in basso si trova  nella corsia del campione contenente il ddGTP, vuol dire che il nucleotide  5' sarà G, se la seconda banda si trova nella corsia del ddATP vuol  dire che la seconda base è una A e così via   (Figura 10.29 - Sequenziamento del DNA con il metodo  di Sanger) .

Il metodo di Sanger è stato automatizzato, esistono infatti sequenziatori automatici che permettono di determinare la sequenza nucleotidica. In questo caso si utilizza un oligonucleotide che funge da innesco della reazione polimerasica, coniugato all'estremità 5' con un fluorocromo, uno diverso per ciascuno dei quattro campioni.

Al termine della reazione di polimerizzazione si otterranno frammenti con una diversa fluorescenza a seconda che terminino con A, T, G o C.

  Ciò permette sia di determinare la sequenza senza usare radioisotopi  sia di far gestire al computer la lettura del gel di sequenza e l'elaborazione  dei dati (Figura 10.30).

Identificazione dei siti di legame delle proteine sul DNA

L'espressione dei geni negli eucarioti, come nei procarioti, viene controllata principalmente a livello della trascrizione, grazie soprattutto all'interazione di diverse proteine con sequenze specifiche del DNA. Questi siti di interazione possono essere identificati mediante una tecnica denominata footprinting, la quale sfrutta il fatto che il legame di una proteina ad una sequenza del DNA determina la protezione di questa sequenza nei confronti dell'azione della DNasi I (deossiribonucleasi pancreatica). Per utilizzare questo metodo di identificazione è necessario che la proteina si leghi con elevata affinità ad un sito specifico presente sul DNA.

In un esperimento di footprinting si utilizza un frammento di DNA (contenente il sito di legame della proteina) marcato con fosforo radioattivo all'estremità 5'. Si preparano due aliquote di DNA marcato. Un'aliquota viene incubata con la proteina di cui si vuole studiare il sito di legame e successivamente con la DNasi I, scegliendo delle condizioni sperimentali in cui la maggior parte dei frammenti ottenuti per azione della Dnasi sul DNA, non vengano ulteriormente frammentati.

L'altra aliquota di DNA marcato viene incubato con la Dnasi I in condizioni identiche a quelle precedenti, ma in assenza di proteina. Le due miscele di incubazione sono quindi analizzate in corsie adiacenti su un gel di sequenza. Al termine della corsa elettroforetica il gel viene analizzato mediante autoradiografia. Si evidenzieranno delle bande corrispondenti ai diversi frammenti radioattivi generati dalla Dnasi I. Il complesso DNA-proteina darà luogo ad una serie di frammenti diversi da quelli ottenuti dal solo DNA, in corrispondenza però solo del sito in cui avviene l'interazione tra il DNA e la proteina. Infatti a causa della protezione esercitata dalla proteina sul DNA, il sito di legame non verrà scisso per niente o solo in misura assai limitata dalla Dnasi I.

Libri di consultazione consigliati

• Metodologia Biochimica-K.Wilson e J.Walker (Raffaello Cortina ed.)
• Metodologia Biochimica-R.L.Dryer e G.F.Lata (Antonio Delfino ed.)
• Ingegneria genetica-E.Boncinelli e A.Simeone (Idelson ed.)
• Protein structure and function (Creighton ed. Oxford Press)
• Genes VII ( Benjamin Lewin )

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